| 摘要 | 第4-7页 |
| Abstract | 第7-10页 |
| 英文缩略词 | 第11-16页 |
| 第一部分 6-OHDA诱导自噬活化对多巴胺能神经元的影响及相关分子机制 | 第16-37页 |
| 1 前言 | 第16-18页 |
| 2 材料与方法 | 第18-25页 |
| 2.1 主要仪器设备 | 第18-19页 |
| 2.2 主要试剂 | 第19-20页 |
| 2.3 实验方法 | 第20-25页 |
| 2.3.1 溶液制备 | 第20页 |
| 2.3.2 实验动物及分组 | 第20-21页 |
| 2.3.3 脑立体定位给药 | 第21页 |
| 2.3.4 行为学评价 | 第21页 |
| 2.3.5 冰冻切片制备 | 第21页 |
| 2.3.6 尼氏(Nissl)染色 | 第21-22页 |
| 2.3.7 免疫荧光染色 | 第22页 |
| 2.3.8 TUNEL法细胞凋亡检测 | 第22页 |
| 2.3.9 透射电镜检测 | 第22-23页 |
| 2.3.10 免疫印迹法(Westernblot)检测蛋白表达 | 第23-24页 |
| 2.3.11 组织丙二醛(malondialdehyde,MDA)水平检测 | 第24-25页 |
| 2.3.12 超氧化物歧化酶(SuperoxideDismutase,SOD)活力检测 | 第25页 |
| 2.3.13 统计学分析 | 第25页 |
| 3 实验结果 | 第25-34页 |
| 3.1 行为学及形态学鉴定6-OHDA成功诱导帕金森病大鼠模型 | 第25-26页 |
| 3.2 6 -OHDA诱导黑质部神经细胞凋亡与自噬同步活化 | 第26-28页 |
| 3.3 3 -MA与Z-FA-fmk预处理均可抑制6-OHDA诱导自噬体形成 | 第28-29页 |
| 3.4 抑制自噬体形成对6-OHDA诱导细胞凋亡的影响 | 第29-31页 |
| 3.5 抑制自噬体形成在6-OHDA诱导帕金森病大鼠模型中具有长效神经保护作用 | 第31-32页 |
| 3.6 ROS介导的AKT/AMPK/mTOR通路参与6-OHDA诱导自噬活化过程. | 第32-34页 |
| 4 讨论 | 第34-36页 |
| 5 结论 | 第36-37页 |
| 第二部分 6-OHDA诱导帕金森病大鼠及细胞模型中自噬流状态对神经元存活的影响及分子机制研究 | 第37-60页 |
| 1 前言 | 第37-38页 |
| 2 材料与方法 | 第38-47页 |
| 2.1 主要仪器设备 | 第38页 |
| 2.2 主要试剂 | 第38-40页 |
| 2.3 实验方法 | 第40-47页 |
| 2.3.1 溶液制备 | 第40页 |
| 2.3.2 实验动物及分组 | 第40页 |
| 2.3.3 脑立体定位给药 | 第40-41页 |
| 2.3.4 行为学评价 | 第41页 |
| 2.3.5 冰冻切片制备及组织免疫荧光染色 | 第41页 |
| 2.3.6 TUNEL法细胞凋亡检测 | 第41-42页 |
| 2.3.7 CathepsinB活性检测 | 第42页 |
| 2.3.8 CathepsinD活性检测 | 第42页 |
| 2.3.9 SH-SY5Y细胞培养 | 第42-43页 |
| 2.3.10 CCK-8检测细胞活力 | 第43页 |
| 2.3.11 腺病毒感染 | 第43页 |
| 2.3.12 细胞质粒转染 | 第43页 |
| 2.3.13 细胞siRNA转染 | 第43-44页 |
| 2.3.14 RNA 提取及 Real-time PCR 定量检测 | 第44-45页 |
| 2.3.15 细胞免疫荧光染色 | 第45页 |
| 2.3.16 Lyso-TrackerRed细胞染色 | 第45-46页 |
| 2.3.17 细胞凋亡检测 | 第46页 |
| 2.3.18 免疫印迹法(Westernblot)检测蛋白表达 | 第46-47页 |
| 2.3.19 统计学分析 | 第47页 |
| 3 实验结果 | 第47-58页 |
| 3.1 6 -ODHA诱导帕金森病大鼠行为学改变及对多巴胺能神经元损伤的时间依赖效应 | 第48-49页 |
| 3.2 6 -OHDA诱导黑质神经元内自噬、凋亡相关指标动态变化 | 第49-51页 |
| 3.3 6 -OHDA诱导多巴胺能神经元及SH-SY5Y细胞内自噬流障碍 | 第51-53页 |
| 3.4 6 -OHDA对溶酶体数量及功能的影响 | 第53-54页 |
| 3.5 6 -OHDA影响TFEB表达水平及分布 | 第54-55页 |
| 3.6 TFEB过表达促进溶酶体生成可以减轻6-OHDA诱导细胞凋亡 | 第55-57页 |
| 3.7 双向调控自噬流缓解自噬流压力均可减轻6-OHDA诱导细胞凋亡 | 第57-58页 |
| 4 讨论 | 第58-59页 |
| 5 结论 | 第59-60页 |
| 第三部分 ghrelin对6-OHDA诱导帕金森病模型中自噬-溶酶体途径的调控作用及分子机制研究 | 第60-76页 |
| 1 前言 | 第60-61页 |
| 2 材料与方法 | 第61-68页 |
| 2.1 主要仪器设备 | 第61页 |
| 2.2 主要试剂 | 第61-62页 |
| 2.3 实验方法 | 第62-68页 |
| 2.3.1 溶液制备 | 第62-63页 |
| 2.3.2 实验动物及分组 | 第63页 |
| 2.3.3 侧脑室置管及脑立体定位给药 | 第63-64页 |
| 2.3.4 行为学评价 | 第64页 |
| 2.3.5 冰冻切片制备及组织免疫荧光染色 | 第64-65页 |
| 2.3.6 SH-SY5Y细胞培养 | 第65页 |
| 2.3.7 CCK-8检测细胞活力 | 第65页 |
| 2.3.8 腺病毒感染 | 第65页 |
| 2.3.9 细胞免疫荧光染色 | 第65-66页 |
| 2.3.10 免疫印迹法(Westernblot)检测蛋白表达 | 第66-67页 |
| 2.3.11 统计学分析 | 第67-68页 |
| 3 实验结果 | 第68-74页 |
| 3.1 ghrelin在6-OHDA诱导帕金森病动物及细胞模型中具有神经保护作用. | 第68-69页 |
| 3.2 ghrelin在6-OHDA诱导帕金森病大鼠模型中对自噬的影响 | 第69-70页 |
| 3.3 抑制自噬不同环节对ghrelin神经保护作用的影响 | 第70-71页 |
| 3.4 ghrelin在6-OHDA诱导细胞模型中自噬流状态的调控作用 | 第71-72页 |
| 3.5 ghrelin在6-OHDA诱导SH-SY5Y细胞模型中对TFEB表达的调控作用 | 第72-74页 |
| 4 讨论 | 第74-75页 |
| 5 结论 | 第75-76页 |
| 本研究的创新性的自我评价 | 第76-77页 |
| 参考文献 | 第77-84页 |
| 综述 | 第84-100页 |
| 参考文献 | 第92-100页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第100-101页 |
| 致谢 | 第101-102页 |
| 个人简历 | 第102页 |
