| 中文摘要 | 第10-14页 |
| ABSTRACT | 第14-17页 |
| 缩略词表 | 第18-19页 |
| 第一部分 HSP90抑制剂在T-ALL中靶向NOTCH1的机制和功能研究 | 第19-72页 |
| 1 绪论一 | 第19-23页 |
| 2 HSP90功能抑制对NOTCH1活性的影响及机制研究 | 第23-53页 |
| 2.1 实验材料 | 第23-26页 |
| 2.1.1 实验细胞系及药品 | 第23页 |
| 2.1.2 实验仪器及耗材 | 第23-24页 |
| 2.1.3 实验试剂及抗体 | 第24-26页 |
| 2.2 实验方法 | 第26-41页 |
| 2.2.1 细胞培养 | 第26页 |
| 2.2.2 质粒构建 | 第26-32页 |
| 2.2.3 慢病毒转染及稳定细胞株构建 | 第32-33页 |
| 2.2.4 Western blot方法检测蛋白表达的变化 | 第33页 |
| 2.2.5 实时荧光定量PCR检测NOTCH1下游靶基因的活性 | 第33-34页 |
| 2.2.6 染色质免疫共沉淀方法检测HSP90功能抑制对NOTCH1下游靶基因转录活性的影响是否通过NOTCH1信号阻滞 | 第34-37页 |
| 2.2.7 蛋白质免疫共沉淀方法检测蛋白质的相互结合 | 第37-38页 |
| 2.2.8 荧光素酶报告系统检测NOTCH1蛋白活性的变化 | 第38-40页 |
| 2.2.9 数据分析 | 第40-41页 |
| 2.3 实验结果 | 第41-50页 |
| 2.3.1 HSP90功能受阻引起ICN1降解,进而抑制NOTCH1下游靶基因的活性 | 第41-43页 |
| 2.3.2 HSP90抑制剂加速ICN1的降解,并且该过程依赖泛素-蛋白酶体途径 | 第43-45页 |
| 2.3.3 HSP90与ICN1存在相互作用,进一步证实结合位点为ICN1的PEST结构域 | 第45-46页 |
| 2.3.4 沉默E3泛素连接酶STUB1可以挽救HSP90抑制剂17-AAG引起的ICN1降解 | 第46页 |
| 2.3.5 过表达STUB1能够促进并且加速ICN1降解 | 第46-47页 |
| 2.3.6 STUB1抑制ICN1转录因子的活性 | 第47-48页 |
| 2.3.7 STUB1与ICN1相互结合,并促进HSP90抑制剂PU-H71引起的ICN1的泛素化降解 | 第48-50页 |
| 2.4 讨论 | 第50-53页 |
| 3 HSP90抑制剂抗T-ALL的活性研究 | 第53-72页 |
| 3.1 实验材料 | 第53-56页 |
| 3.1.1 实验细胞、药品及动物 | 第53页 |
| 3.1.2 实验仪器及耗材 | 第53-54页 |
| 3.1.3 实验试剂及抗体 | 第54-56页 |
| 3.2 实验方法 | 第56-61页 |
| 3.2.1 CCK法检测HSP90抑制剂对T-ALL细胞活力的影响 | 第56页 |
| 3.2.2 Annexin-Ⅴ-FITC/PI双染检测细胞凋亡 | 第56页 |
| 3.2.3 活细胞计数法跟踪细胞的生长情况 | 第56-57页 |
| 3.2.4 葡萄糖代谢的检测 | 第57页 |
| 3.2.5 异种移植T-ALL模型的建立、药物治疗及检测 | 第57-59页 |
| 3.2.6 小鼠骨髓移植(Bone Marrow Transplantation,BMT)T-ALL模型的建立、药物治疗及检测 | 第59-60页 |
| 3.2.7 数据分析 | 第60-61页 |
| 3.3 实验结果 | 第61-70页 |
| 3.3.1 HSP90抑制剂显著抑制T-ALL细胞活力并诱导细胞凋亡 | 第61-62页 |
| 3.3.2 HSP90抑制剂抑制T-ALL细胞的葡萄糖代谢 | 第62-63页 |
| 3.3.3 ICN1过表达可以部分挽救HSP90抑制剂引起的生长抑制 | 第63页 |
| 3.3.4 HSP90抑制剂PU-H71降低xenograft T-ALL患病小鼠脾脏和骨髓中的白血病比例 | 第63-64页 |
| 3.3.5 HSP90抑制剂PU-H71下调xenograft T-ALL患病小鼠脾脏ICN1的蛋白表达及NOTCH1下游靶基因的活性 | 第64-65页 |
| 3.3.6 HSP90抑制剂PU-H71减少xenograft T-ALL患病小鼠脾脏、骨髓和肝脏中白血病细胞的浸润 | 第65-67页 |
| 3.3.7 HSP90抑制剂PU-H71降低骨髓移植小鼠脾脏和骨髓中的白血病比例 | 第67-68页 |
| 3.3.8 HSP90抑制剂PU-H71减少骨髓移植小鼠脾脏中白血病细胞的浸润 | 第68-69页 |
| 3.3.9 数据分析 | 第69-70页 |
| 3.4 讨论 | 第70-71页 |
| 3.5 研究尚待解决的问题及可行性方案 | 第71-72页 |
| 第二部分 多壁碳纳米管抑制Pgp和MRP4外排转运功能的机制研究 | 第72-98页 |
| 4 绪论二 | 第72-74页 |
| 5 MWCNTs抑制P-gp及MRP4外排转运功能的机制研究 | 第74-98页 |
| 5.1 实验材料 | 第74-77页 |
| 5.1.1 实验细胞系、纳米材料及药品 | 第74页 |
| 5.1.2 实验仪器及耗材 | 第74-76页 |
| 5.1.3 实验试剂及抗体 | 第76-77页 |
| 5.2 实验方法 | 第77-84页 |
| 5.2.1 MWCNTs工作液制备 | 第77页 |
| 5.2.2 SEM观察MWCNTs的形态及性状 | 第77页 |
| 5.2.3 caco2细胞培养及药物处理 | 第77页 |
| 5.2.4 SEM及TEM观察MWCNTs与caco2细胞的相互作用及MWCNTs在细胞内的分布 | 第77-78页 |
| 5.2.5 R123和FDA染色检测MWCNTs对P-gp和MRP4转运活性的影响 | 第78页 |
| 5.2.6 RT-qPCR检测MWCNTs对P-gp和MRP4转录水平的影响 | 第78-80页 |
| 5.2.7 Western blot方法检测蛋白的表达 | 第80-81页 |
| 5.2.8 免疫荧光标记方法检测MWCNTs对P-gp和MRP4细胞膜分布的影响 | 第81页 |
| 5.2.9 DCF-DA染色检测MWCNTs对细胞ROS产生的影响 | 第81-82页 |
| 5.2.10 C11-fluor染色及TBA法衡量MWCNTs对细胞膜脂质过氧化损伤的影响 | 第82页 |
| 5.2.11 脂质体转染法实现caco-2细胞中c-Myc的过表达 | 第82-83页 |
| 5.2.12 数据分析 | 第83-84页 |
| 5.3 实验结果 | 第84-95页 |
| 5.3.1 MWCNTs的形态表征 | 第84页 |
| 5.3.2 MWCNTs抑制P-gp和MRP4的蛋白转运活性 | 第84-86页 |
| 5.3.3 MWCNTs抑制P-gp和MRP4的转录、翻译及膜分布 | 第86-88页 |
| 5.3.4 MWCNTs抑制c-Myc的转录及翻译 | 第88页 |
| 5.3.5 过表达c-Myc可以挽救MWCNTs对P-gp和MRP4表达的抑制 | 第88-89页 |
| 5.3.6 MWCNTs增加caco-2细胞的ROS产生并引起细胞膜脂质过氧化损伤 | 第89-92页 |
| 5.3.7 抗氧化物质不能抵消MWCNTs对P-gp和MRP4的抑制作用 | 第92-93页 |
| 5.3.8 SEM观察MWCNTs与caco-2细胞膜的相互作用 | 第93页 |
| 5.3.9 TEM观察MWCNTs在caco-2细胞内的定位 | 第93-95页 |
| 5.4 讨论 | 第95-97页 |
| 5.5 研究尚待解决的问题及可行性方案 | 第97-98页 |
| 综述 | 第98-116页 |
| 参考文献 | 第116-128页 |
| 致谢 | 第128页 |
