| 摘要 | 第8-10页 |
| ABSTRACT | 第10-12页 |
| 第一章 猪繁殖与呼吸综合征病毒先天性免疫研究进展 | 第13-43页 |
| 1 病原学 | 第13-17页 |
| 1.1 病毒粒子和基因组结构 | 第13-14页 |
| 1.2 主要非结构蛋白(Nsps) | 第14-15页 |
| 1.3 病毒结构蛋白 | 第15-17页 |
| 1.3.1 核衣壳蛋白 | 第15-16页 |
| 1.3.2 主要囊膜蛋白 | 第16页 |
| 1.3.3 次要囊膜蛋白 | 第16-17页 |
| 2 PRRSV与先天性免疫细胞 | 第17-18页 |
| 3 PRRSV与Ⅰ型干扰素 | 第18-22页 |
| 3.1 干扰素分类和功能 | 第18页 |
| 3.2 干扰素以及ISGs产生的信号通路 | 第18-19页 |
| 3.3 不同PRRSV毒株产生Ⅰ型干扰素的差异 | 第19-20页 |
| 3.4 PRRSV抑制Ⅰ型干扰素产生的主要蛋白及机制 | 第20-21页 |
| 3.5 PRRSV抑制ISGs产生主要机制 | 第21页 |
| 3.6 PRRSV与干扰素刺激因子(ISGs) | 第21-22页 |
| 4 PRRSV与炎性反应相关因子 | 第22-23页 |
| 4.1 PRRSV与抗炎因子IL-10 | 第22-23页 |
| 4.2 PRRSV与促炎因子TNF-α | 第23页 |
| 5 PRRSV与趋化因子 | 第23-28页 |
| 5.1 趋化因子背景 | 第23-25页 |
| 5.2 趋化因子的免疫学功能 | 第25页 |
| 5.3 病毒与趋化因子相互作用 | 第25-27页 |
| 5.4 PRRSV与趋化因子 | 第27-28页 |
| 6 结语 | 第28-29页 |
| 参考文献 | 第29-43页 |
| 第二章 Mx2蛋白对猪繁殖与呼吸综合征病毒复制的影响及其关键功能区域解析 | 第43-65页 |
| 1 材料和方法 | 第44-52页 |
| 1.1 细胞和病毒 | 第44页 |
| 1.2 主要试剂 | 第44页 |
| 1.3 mMx2及其截断体和突变体重组质粒的构建及鉴定 | 第44-49页 |
| 1.3.1 RNA提取及cDNA的合成 | 第44-45页 |
| 1.3.2 PCR扩增 | 第45-47页 |
| 1.3.3 PCR产物的回收纯化 | 第47页 |
| 1.3.4 PCR产物与载体的双酶切 | 第47页 |
| 1.3.5 mMx2及其截断基因与载体的连接及转化 | 第47-48页 |
| 1.3.6 连接产物转化大肠杆菌感染态DH5α | 第48页 |
| 1.3.7 质粒提取 | 第48页 |
| 1.3.8 重组质粒鉴定 | 第48页 |
| 1.3.9 mMx2 GTPase突变体构建和鉴定 | 第48-49页 |
| 1.4 质粒转染与病毒感染 | 第49页 |
| 1.5 细胞活力检测 | 第49页 |
| 1.6 荧光定量PCR检测方法 | 第49-50页 |
| 1.7 Western-blotting | 第50页 |
| 1.8 间接免疫荧光试验(IFA) | 第50-51页 |
| 1.9 IFN-β刺激 | 第51页 |
| 1.10 RNA干扰 | 第51页 |
| 1.11 激光共聚焦检测 | 第51-52页 |
| 1.12 免疫共沉淀(Co-IP)试验 | 第52页 |
| 1.13 统计学分析 | 第52页 |
| 2 结果 | 第52-59页 |
| 2.1 mMx2全长及截断体基因PCR扩增 | 第52-53页 |
| 2.2 pCI-mMx2重组质粒酶切鉴定 | 第53页 |
| 2.3 过表达mMx2抑制PRRSV复制 | 第53-55页 |
| 2.4 IFN-β可诱导mMx2表达且抑制PRRSV复制 | 第55-56页 |
| 2.5 干扰mMx2基因能够减少IFN-β的抗病毒活性 | 第56-57页 |
| 2.6 mMx2与PRRSV N蛋白在Marc-145细胞中存在共定位 | 第57-58页 |
| 2.7 mMx2与PRRSV N蛋白在Marc-145细胞中存在相互作用 | 第58页 |
| 2.8 mMx2的N端介导mMx2对PRRSV复制的抑制作用 | 第58-59页 |
| 3 讨论 | 第59-62页 |
| 参考文献 | 第62-65页 |
| 第三章 猪Mx2蛋白第62位氨基酸是其抑制猪繁殖与呼吸综合征病毒复制的关键位点 | 第65-85页 |
| 1 材料和方法 | 第66-71页 |
| 1.1 细胞和病毒 | 第66页 |
| 1.2 主要试剂 | 第66页 |
| 1.3 PBMC的分离培养 | 第66-67页 |
| 1.4 中间质粒pEASY-pMx2的构建及鉴定 | 第67-68页 |
| 1.4.1 RNA提取及cDNA的合成 | 第67页 |
| 1.4.2 PCR扩增 | 第67页 |
| 1.4.3 PCR产物的回收纯化 | 第67页 |
| 1.4.4 连接 | 第67页 |
| 1.4.5 转化 | 第67-68页 |
| 1.4.6 中间质粒的鉴定 | 第68页 |
| 1.5 pMx2基因全长和截断体真核表达重组质粒的构建及鉴定 | 第68页 |
| 1.6 pMx2突变体构建及鉴定 | 第68-69页 |
| 1.7 质粒转染及病毒接种 | 第69-70页 |
| 1.8 Western-blotting | 第70页 |
| 1.9 间接免疫荧光试验(IFA) | 第70页 |
| 1.10 激光共聚焦检测 | 第70页 |
| 1.11 免疫共沉淀试验 | 第70-71页 |
| 2 结果 | 第71-79页 |
| 2.1 pMx2基因PCR扩增及中间质粒的构建及鉴定 | 第71页 |
| 2.2 pMx2截断基因PCR扩增 | 第71-72页 |
| 2.3 pMx2全长及截断基因真核表达重组质粒的构建及鉴定 | 第72-73页 |
| 2.4 过表达pMx2抑制PRRSV复制 | 第73-75页 |
| 2.5 N端第62位氨基酸(Met)介导pMx2抑制PRRSV复制 | 第75-76页 |
| 2.6 pMx2蛋白细胞内分布形态与其抗病毒活性无关 | 第76-77页 |
| 2.7 pMx2与N蛋白在细胞中存在共定位 | 第77页 |
| 2.8 pMx2、pMx2(80-712)和pMx2(62A)均可与N蛋白存在相互作用 | 第77-78页 |
| 2.9 pMx2蛋白对不同PRRSV毒株均具有抗病毒活性 | 第78-79页 |
| 3 讨论 | 第79-81页 |
| 参考文献 | 第81-85页 |
| 第四章 趋化因子CXCL12在猪繁殖与呼吸综合征病毒复制中的作用 | 第85-105页 |
| 1 材料和方法 | 第86-91页 |
| 1.1 细胞和病毒 | 第86页 |
| 1.2 主要试剂 | 第86-87页 |
| 1.3 pCXCL12以及mCXCL12重组质粒的构建及鉴定 | 第87-89页 |
| 1.3.1 RNA提取及cDNA的合成 | 第87页 |
| 1.3.2 PCR扩增 | 第87-88页 |
| 1.3.3 PCR产物的回收纯化 | 第88页 |
| 1.3.4 PCR产物与载体的双酶切 | 第88-89页 |
| 1.3.5 目的基因与载体的连接与转化 | 第89页 |
| 1.3.6 重组质粒的鉴定 | 第89页 |
| 1.4 病毒感染与质粒转染 | 第89-90页 |
| 1.5 介导PRRSV诱导CXCL12上调的主要信号通路 | 第90页 |
| 1.6 Western-blotting | 第90页 |
| 1.7 间接免疫荧光试验(IFA) | 第90页 |
| 1.8 荧光定量PCR检测方法 | 第90页 |
| 1.9 RNA干扰 | 第90页 |
| 1.10 统计学分析 | 第90-91页 |
| 2 结果 | 第91-97页 |
| 2.1 mCXCL12及pCXCL12基因的PCR扩增 | 第91页 |
| 2.2 重组pCI-mCXCL12及pCI-pCXCL12质粒的酶切鉴定 | 第91-92页 |
| 2.3 PRRSV感染上调Marc-145细胞中mCXCL12表达 | 第92-93页 |
| 2.4 PRRSV通过MAPK和NF-κB通路诱导mCXCL12的上调 | 第93-94页 |
| 2.5 PRRSV Nsp12蛋白诱导mCXCL12的上调 | 第94页 |
| 2.6 过表达mCXCL12抑制PRRSV复制 | 第94-95页 |
| 2.7 干扰Marc-145细胞中mCXCL12能够增强PRRSV复制 | 第95-96页 |
| 2.8 过表达pCXCL12抑制PRRSV复制 | 第96-97页 |
| 3 讨论 | 第97-100页 |
| 参考文献 | 第100-105页 |
| 全文总结 | 第105-107页 |
| 本论文主要创新点 | 第107-109页 |
| 致谢 | 第109-111页 |
| 攻读博士期间发表论文 | 第111页 |
