| 目录 | 第5-8页 |
| 缩写词 | 第8-9页 |
| 摘要 | 第9-11页 |
| Abstract | 第11-12页 |
| 第一章 文献综述 | 第13-37页 |
| 1 糖尿病研究进展 | 第13-16页 |
| 1.1 糖尿病的类型 | 第13-15页 |
| 1.2 糖尿病的致病机理 | 第15-16页 |
| 2 降糖药物研究现状 | 第16-18页 |
| 2.1 注射胰岛素及胰岛素类似物 | 第16-17页 |
| 2.2 促胰岛素分泌释放剂 | 第17页 |
| 2.3 胰岛素增敏剂 | 第17-18页 |
| 2.4 α-葡萄糖苷酶抑制剂 | 第18页 |
| 3 天然植物多糖的降血糖研究进展 | 第18-25页 |
| 3.1 植物多糖的降血糖作用 | 第18-22页 |
| 3.2 植物多糖的降血糖机理 | 第22-24页 |
| 3.3 降血糖与植物多糖的构效关系 | 第24-25页 |
| 3.4 小节与展望 | 第25页 |
| 4 本研究的目的意义及创新 | 第25-26页 |
| 5 本研究的技术路线 | 第26-29页 |
| 5.1 四氧嘧啶损伤模型的建立 | 第26-27页 |
| 5.2 SGP 对胰岛 β 细胞自由基损伤的修复作用 | 第27页 |
| 5.3 SGP 对损伤性胰岛细胞凋亡的拮抗作用 | 第27页 |
| 5.4 SGP 对损伤性胰岛细胞分泌功能的影响 | 第27-29页 |
| 参考文献 | 第29-37页 |
| 第二章 SGP 对胰岛Β细胞自由基损伤的修复作用 | 第37-54页 |
| 1 引言 | 第37页 |
| 2 实验材料 | 第37-39页 |
| 2.1 实验仪器 | 第37页 |
| 2.2 实验材料 | 第37-38页 |
| 2.3 主要试剂配制 | 第38-39页 |
| 3 实验方法 | 第39-44页 |
| 3.1 细胞培养 | 第39页 |
| 3.2 细胞传代 | 第39页 |
| 3.3 细胞冻存与复苏 | 第39-40页 |
| 3.4 实验分组 | 第40页 |
| 3.5 建立体外糖尿病β细胞损伤模型筛选最佳四氧嘧啶浓度 | 第40-41页 |
| 3.6 细胞的收集与破碎 | 第41页 |
| 3.7 NO 含量的测定 | 第41-42页 |
| 3.8 NOS 活性的测定 | 第42页 |
| 3.9 MDA 含量的测定 | 第42-43页 |
| 3.10 SOD 活性的测定 | 第43页 |
| 3.11 BCA 法测定蛋白质含量 | 第43-44页 |
| 3.12 统计学分析 | 第44页 |
| 4 结果与分析 | 第44-49页 |
| 4.1 筛选最佳四氧嘧啶浓度，建立体外糖尿病β细胞损伤模型 | 第44-45页 |
| 4.2 SGP 对损伤胰岛β细胞 NO 含量和 NOS 活性的影响 | 第45-47页 |
| 4.3 SGP 对损伤胰岛β细胞 SOD 活性的影响 | 第47-48页 |
| 4.4 SGP 对损伤胰岛β细胞 MDA 含量的影响 | 第48-49页 |
| 5 讨论 | 第49-51页 |
| 5.1 筛选最佳四氧嘧啶浓度，建立体外糖尿病模型 | 第49页 |
| 5.2 SGP 对损伤胰岛β细胞 NO 含量和 NOS 活性的影响 | 第49-50页 |
| 5.3 SGP 对损伤胰岛β细胞 MDA 含量和 SOD 活性的影响 | 第50-51页 |
| 6 本章小结 | 第51-52页 |
| 参考文献 | 第52-54页 |
| 第三章 SGP 对损伤性胰岛细胞凋亡的拮抗作用 | 第54-81页 |
| 1 引言 | 第54页 |
| 2 实验材料 | 第54-57页 |
| 2.1 实验仪器 | 第54页 |
| 2.2 实验材料 | 第54-57页 |
| 3 实验方法 | 第57-62页 |
| 3.1 细胞培养、传代、冻存及复苏 | 第57页 |
| 3.2 MTT 法测定四氧嘧啶损伤胰岛β细胞的存活率 | 第57页 |
| 3.3 实时荧光定量 RT-PCR 检测四氧嘧啶损伤胰岛β细胞 caspase-3、bax、bcl-2 mRNA 转录水平的变化 | 第57-60页 |
| 3.4 Western-Blot 检测四氧嘧啶损伤胰岛β细胞 Caspase-3 蛋白表达的变化 | 第60-62页 |
| 3.5 统计学分析 | 第62页 |
| 4 结果与分析 | 第62-76页 |
| 4.1 MTT 法测定 SGP 对四氧嘧啶损伤胰岛β细胞存活率的影响 | 第62-63页 |
| 4.2 实时荧光定量 RT-PCR 检测损伤性胰岛β细胞 caspase-3 mRNA 的变化 | 第63-66页 |
| 4.3 实时荧光定量 RT-PCR 检测损伤性胰岛β细胞 bax mRNA 的变化 | 第66-69页 |
| 4.4 实时荧光定量 RT-PCR 检测损伤性胰岛β细胞 bcl-2 mRNA 的变化 | 第69-73页 |
| 4.5 Western-Blot 检测 SGP 对四氧嘧啶损伤胰岛β细胞 Caspase-3 表达的变化 | 第73-76页 |
| 5 讨论 | 第76-78页 |
| 6 本章小结 | 第78-79页 |
| 参考文献 | 第79-81页 |
| 第四章 SGP 对损伤性胰岛细胞分泌功能的影响 | 第81-101页 |
| 1 引言 | 第81页 |
| 2 实验材料 | 第81-82页 |
| 2.1 实验仪器 | 第81页 |
| 2.2 实验材料 | 第81-82页 |
| 3 实验方法 | 第82-84页 |
| 3.1 细胞培养、传代、冻存、复苏及实验分组 | 第82页 |
| 3.2 SGP 对损伤性胰岛细胞胰岛素释放量的影响 | 第82-83页 |
| 3.3 实时荧光定量RT-PCR检测四氧嘧啶损伤胰岛β细胞insulin、PDX-1mRNA转录水平的变化 | 第83页 |
| 3.4 Western-Blot 检测四氧嘧啶损伤胰岛β细胞 PDX-1 蛋白表达的变化 | 第83-84页 |
| 3.5 统计学分析 | 第84页 |
| 4 结果与分析 | 第84-96页 |
| 4.1 SGP 对损伤性胰岛细胞胰岛素释放量的影响 | 第84-86页 |
| 4.2 实时荧光定量 RT-PCR 检测损伤性胰岛β细胞 pdx-1 mRNA 的变化 | 第86-89页 |
| 4.3 实时荧光定量 RT-PCR 检测损伤性胰岛β细胞 insulin mRNA 的变化 | 第89-93页 |
| 4.4 Western-Blot 检测 SGP 对四氧嘧啶损伤胰岛β细胞 PDX-1 表达的变化 | 第93-96页 |
| 5 讨论 | 第96-98页 |
| 6 本章小结 | 第98-99页 |
| 参考文献 | 第99-101页 |
| 第五章 结论 | 第101-102页 |
| 攻读硕士期间发表的文章 | 第102-103页 |
| 致谢 | 第103页 |
