| 提要 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-9页 |
| Abstract | 第9-13页 |
| 英文缩略词表 | 第19-20页 |
| 第1章 绪论 | 第20-42页 |
| 1.1 糖尿病视网膜病变（diabetic retinopathy，DR） | 第20-27页 |
| 1.1.1 糖尿病视网膜病变概述 | 第20页 |
| 1.1.2 糖尿病视网膜病变的病理基础 | 第20-23页 |
| 1.1.3 糖尿病视网膜病变的发病机制 | 第23-26页 |
| 1.1.4 糖尿病视网膜病变的神经保护治疗 | 第26-27页 |
| 1.2 Müller 细胞 | 第27-33页 |
| 1.2.1 Müller 细胞概述 | 第28-31页 |
| 1.2.2 Müller 细胞与视网膜疾病 | 第31-33页 |
| 1.3 NMDA 受体 | 第33-36页 |
| 1.3.1 NMDA 受体的结构特征 | 第34页 |
| 1.3.2 NMDA 受体参与神经细胞损伤及凋亡 | 第34-35页 |
| 1.3.3 NMDA 受体与 DM 相关疾病 | 第35-36页 |
| 1.3.4 NMDA 受体与信号传导途径 | 第36页 |
| 1.4 胍丁胺 | 第36-42页 |
| 1.4.1 胍丁胺的生物合成与分布 | 第37页 |
| 1.4.2 胍丁胺的生物学功能及应用 | 第37-39页 |
| 1.4.3 胍丁胺与 NMDA 受体系统 | 第39-42页 |
| 第2章 胍丁胺对高糖诱导的MüLLER 细胞生长及凋亡的影响 | 第42-56页 |
| 前言 | 第42页 |
| 2.1 实验材料 | 第42-44页 |
| 2.1.1 主要仪器及设备 | 第42-43页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第43-44页 |
| 2.1.3 主要配制试剂及其配制方法 | 第44页 |
| 2.1.4 实验动物 | 第44页 |
| 2.2 实验方法 | 第44-47页 |
| 2.2.1 大鼠视网膜 Müller 细胞的分离及培养 | 第44-45页 |
| 2.2.2 免疫荧光检测细胞中 GS 和 NMDAR1 的表达情况 | 第45-46页 |
| 2.2.3 高糖诱导 Müller 细胞模型的建立及胍丁胺药物干预 | 第46-47页 |
| 2.2.4 CCK-8 法检测上述各组细胞的生长情况 | 第47页 |
| 2.2.5 Hochest 染色检测细胞凋亡 | 第47页 |
| 2.2.6 Annexin V/PI 流式细胞术检测细胞凋亡 | 第47页 |
| 2.2.7 数据分析 | 第47页 |
| 2.3 实验结果 | 第47-52页 |
| 2.3.1 SD 大鼠视网膜 Müller 细胞生长情况观察 | 第47-48页 |
| 2.3.2 免疫荧光鉴定 Müller 细胞中 GS 和 NMDAR1 的表达情况 | 第48-49页 |
| 2.3.3 胍丁胺药物作用浓度筛选 | 第49-50页 |
| 2.3.4 胍丁胺对高糖诱导下 Müller 细胞生长的影响 | 第50-51页 |
| 2.3.5 Hochest 染色检测细胞凋亡情况 | 第51-52页 |
| 2.3.6 Annexin V/PI 流式细胞术检测细胞凋亡 | 第52页 |
| 2.4 讨论 | 第52-56页 |
| 第3章 胍丁胺对高糖培养下 MüLLER 细胞炎性因子释放的影响 | 第56-66页 |
| 前言 | 第56页 |
| 3.1 实验材料 | 第56-58页 |
| 3.1.1 主要仪器及设备 | 第56-57页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第57-58页 |
| 3.1.3 细胞来源 | 第58页 |
| 3.2 实验方法 | 第58-62页 |
| 3.2.1 高糖诱导 Müller 细胞模型的建立及实验分组 | 第58页 |
| 3.2.2 ELISA 检测各组细胞上清液中 TNF-α的含量 | 第58-59页 |
| 3.2.3 Real-time PCR 检测各组细胞 TNF-α mRNA 表达水平 | 第59-62页 |
| 3.2.4 数据分析 | 第62页 |
| 3.3 实验结果 | 第62-64页 |
| 3.3.1 ELISA 检测胍丁胺对各组细胞上清液中 TNF-α分泌的影响 | 第62-63页 |
| 3.3.2 Real-time PCR 检测胍丁胺对各组细胞 TNF-α mRNA 表达水平的影响 | 第63-64页 |
| 3.4 讨论 | 第64-66页 |
| 第4章 胍丁胺对糖尿病大鼠视网膜病变的影响 | 第66-76页 |
| 前言 | 第66页 |
| 4.1 实验材料 | 第66-68页 |
| 4.1.1 主要仪器及设备 | 第66页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第66-67页 |
| 4.1.3 主要配制试剂及其配制方法 | 第67页 |
| 4.1.4 实验动物 | 第67-68页 |
| 4.2 实验方法 | 第68-70页 |
| 4.2.1 糖尿病视大鼠模型建立及药物干预 | 第68页 |
| 4.2.2 TUNEL 检测大鼠视网膜神经节细胞凋亡 | 第68-70页 |
| 4.2.3 透射电镜观察大鼠视网膜病变情况 | 第70页 |
| 4.3 实验结果 | 第70-72页 |
| 4.3.1 TUNEL 检测大鼠视网膜神经节细胞凋亡 | 第70-71页 |
| 4.3.2 透射电镜观察大鼠视网膜病变情况 | 第71-72页 |
| 4.4 讨论 | 第72-76页 |
| 第5章 胍丁胺对高糖培养下 MüLLER 细胞保护作用的机制研究 | 第76-90页 |
| 前言 | 第76页 |
| 5.1 实验材料 | 第76-78页 |
| 5.1.1 主要仪器及设备 | 第76-77页 |
| 5.1.2 实验试剂 | 第77-78页 |
| 5.1.3 细胞来源 | 第78页 |
| 5.2 实验方法 | 第78-84页 |
| 5.2.1 高糖诱导 Müller 细胞模型的建立及实验分组 | 第78页 |
| 5.2.2 LDH 试剂盒检测细胞活性 | 第78-79页 |
| 5.2.3 各组细胞中游离钙离子浓度检测 | 第79-80页 |
| 5.2.4 Western blot 检测上述各组细胞中凋亡相关蛋白及 MAPK 信号通路激活 | 第80-83页 |
| 5.2.5 数据分析 | 第83-84页 |
| 5.3 实验结果 | 第84-87页 |
| 5.3.1 LDH 试剂盒检测细胞活性 | 第84-85页 |
| 5.3.2 各组细胞中游离钙离子浓度检测 | 第85页 |
| 5.3.3 Western blot 检测各组细胞中凋亡相关蛋白表达情况 | 第85-86页 |
| 5.3.4 Western blot 检测各组细胞中 MAPK 信号通路激活情况 | 第86-87页 |
| 5.4 讨论 | 第87-90页 |
| 第6章 结论 | 第90-92页 |
| 参考文献 | 第92-116页 |
| 作者简介及在学期间所取得的科研成果 | 第116-118页 |
| 致谢 | 第118页 |
