| 摘要 | 第4-9页 |
| Abstract | 第9-15页 |
| 英文缩略语 | 第16-21页 |
| 第一部分 ：miR-30c通过靶向抑制REV1与FANCF表达抑制乳腺癌细胞DNA损伤修复增加阿霉素药物敏感性 | 第21-49页 |
| 1 前言 | 第21-23页 |
| 2 材料与方法 | 第23-33页 |
| 2.1 实验材料与试剂 | 第23-25页 |
| 2.1.1 细胞来源 | 第23页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第23-25页 |
| 2.1.3 主要仪器 | 第25页 |
| 2.2 实验方法 | 第25-33页 |
| 2.2.1 配制Westernblot相关试剂 | 第25-26页 |
| 2.2.2 细胞培养及转染 | 第26-27页 |
| 2.2.3 实时定量荧光PCR(Real-timePCR) | 第27-28页 |
| 2.2.4 荧光素酶活性检测 | 第28-29页 |
| 2.2.5 组织蛋白免疫印迹试验(WesternBlot) | 第29-31页 |
| 2.2.6 细胞免疫荧光染色 | 第31-32页 |
| 2.2.7 染色体断裂分析 | 第32页 |
| 2.2.8 单细胞凝胶电泳 | 第32页 |
| 2.2.9 动物实验 | 第32-33页 |
| 2.2.10 CCK8细胞活性检测 | 第33页 |
| 2.2.11 数据分析 | 第33页 |
| 3 结果 | 第33-47页 |
| 3.1 p53突变型乳腺癌细胞对阿霉素耐药性强于p53野生型细胞 | 第33-36页 |
| 3.2 miR-30c通过靶向结合REV1、FANCF的3′-UTR区抑制REV1与FANCF表达 | 第36-40页 |
| 3.3 miR-30c在体内外增加ADR抗肿瘤作用,抑制肿瘤生长 | 第40-44页 |
| 3.4 miR-30c抑制REV1与FANCF表达影响乳腺癌细胞DNA损伤修复 | 第44-47页 |
| 4 讨论 | 第47-49页 |
| 第二部分 ：p53通过与miR-30c启动子区结合激活miR-30c转录调节REV1和FANCF表达 | 第49-61页 |
| 1 前言 | 第49-50页 |
| 2 材料和方法 | 第50-53页 |
| 2.1 材料与试剂 | 第50页 |
| 2.1.1 细胞来源 | 第50页 |
| 2.1.2 主要实验试剂 | 第50页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第50页 |
| 2.2 实验方法 | 第50-53页 |
| 2.2.1 主要药品与试剂配制 | 第50页 |
| 2.2.2 Westernblot及qRT-PCR | 第50页 |
| 2.2.3 荧光素酶报告分析 | 第50-51页 |
| 2.2.4 染色体免疫共沉淀实验 | 第51-53页 |
| 2.2.5 统计学分析 | 第53页 |
| 3 结果 | 第53-59页 |
| 3.1 p53可直接与miR-30c的启动子区结合 | 第53-54页 |
| 3.2 p53通过与miR-30c启动子区结合激活miR-30c转录 | 第54-57页 |
| 3.3 p53通过激活miR-30c转录影响REV1与FANCF表达 | 第57-59页 |
| 4 讨论 | 第59-61页 |
| 第三部分 ：p53突变型乳腺癌患者组织内miR-30c低表达并且与不良预后密切相关 | 第61-73页 |
| 1 前言 | 第61-62页 |
| 2 材料和方法 | 第62-66页 |
| 2.1 实验材料 | 第62页 |
| 2.1.1 患者和组织样本 | 第62页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第62页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第62页 |
| 2.2 实验方法 | 第62-66页 |
| 2.2.1 原位杂交相关试剂配制 | 第62-63页 |
| 2.2.2 免疫组织化学染色相关试剂配制 | 第63页 |
| 2.2.3 原位杂交(insituhybridization,ISH) | 第63-64页 |
| 2.2.4 免疫组化(IHC) | 第64-65页 |
| 2.2.5 原位杂交和免疫组化结果评分 | 第65页 |
| 2.2.6 统计学分析 | 第65-66页 |
| 3 结果 | 第66-71页 |
| 3.1 p53突变型乳腺癌患者组织内miR-30c低表达,REV1与FANCF高表达 | 第66-68页 |
| 3.2 miR-30c的表达与乳腺癌患者病理参数的相关性 | 第68-71页 |
| 4 讨论 | 第71-73页 |
| 第四部分 ：miR-181a在大肠癌中高表达且与不良预后相关 | 第73-91页 |
| 1 前言 | 第73-74页 |
| 2 材料和方法 | 第74-76页 |
| 2.1 道德声明 | 第74页 |
| 2.2 患者和组织样本 | 第74页 |
| 2.3 组织微阵列分析(TMA) | 第74页 |
| 2.4 原位杂交(ISH) | 第74-75页 |
| 2.5 统计分析 | 第75页 |
| 2.6 TCGA(癌症基因组图谱)数据库分析 | 第75-76页 |
| 3 结果 | 第76-88页 |
| 3.1 大肠癌患者的整体临床病理特征 | 第76-77页 |
| 3.2 miR-181a在大肠癌组织中高表达 | 第77-78页 |
| 3.3 根据ROC曲线选择miR-181a表达的最佳cut-off值 | 第78-79页 |
| 3.4 miR-181a表达与大肠癌临床病理参数的关系 | 第79-81页 |
| 3.5 大肠癌中miR-181a表达水平与生存时间的关系 | 第81-84页 |
| 3.6 miR-181a是影响大肠癌患者预后的独立危险因素 | 第84-86页 |
| 3.7 TCGA数据库中miR-181a表达与大肠癌进展和预后相关 | 第86-88页 |
| 4 讨论 | 第88-90页 |
| 5 结论 | 第90-91页 |
| 本研究创新性的自我评价 | 第91-92页 |
| 参考文献 | 第92-101页 |
| 综述 | 第101-110页 |
| 参考文献 | 第106-110页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第110-112页 |
| 致谢 | 第112-113页 |
| 个人简历 | 第113页 |
