| 缩略语表 | 第7-10页 |
| 中文摘要 | 第10-12页 |
| Abstract | 第12-13页 |
| 前言 | 第14-15页 |
| 文献回顾 | 第15-24页 |
| 一、耳蜗移植干细胞的定向分化的调控机制 | 第15-18页 |
| 二、Wnt 信号传导通路 | 第18-19页 |
| 三、Wnt 信号传导通路对神经干细胞的影响 | 第19-20页 |
| 四、雪旺细胞及其在周围神经再生中的作用 | 第20-23页 |
| 五、耳蜗雪旺细胞研究现状 | 第23-24页 |
| 实验一 螺旋神经元损伤动物模型的建立、鉴定 | 第24-34页 |
| 1 材料 | 第24-25页 |
| 1.1 实验动物 | 第24页 |
| 1.2 主要试剂 | 第24-25页 |
| 1.3 主要仪器 | 第25页 |
| 2 方法 | 第25-28页 |
| 2.1 动物分组 | 第25页 |
| 2.2 ouabain 局部给药建立螺旋神经元损伤动物模型 | 第25-26页 |
| 2.3 听性脑干反应（auditory brainstem response，ABR）检测 | 第26页 |
| 2.4 基底膜铺片 | 第26-27页 |
| 2.5 毛细胞计数 | 第27页 |
| 2.6 免疫荧光染色、HE 染色 | 第27-28页 |
| 2.7 统计学方法 | 第28页 |
| 3 结果 | 第28-32页 |
| 3.1 ABR 阈值变化 | 第28-30页 |
| 3.2 耳蜗内、外毛细胞形态学观察 | 第30页 |
| 3.3 螺旋神经元形态学观察 | 第30页 |
| 3.4 螺旋神经节雪旺细胞形态学观察 | 第30-32页 |
| 4 讨论 | 第32-34页 |
| 实验二 螺旋神经元损伤对移植神经干细胞分化的影响 | 第34-43页 |
| 引言 | 第34页 |
| 1 材料 | 第34-36页 |
| 1.1 实验动物 | 第34页 |
| 1.2 细胞培养试剂 | 第34-35页 |
| 1.3 主要仪器 | 第35-36页 |
| 2 方法 | 第36-38页 |
| 2.1 嗅球神经干细胞的分离、培养 | 第36页 |
| 2.2 嗅球神经干细胞的鉴定 | 第36页 |
| 2.3 耳蜗干细胞移植实验动物分组 | 第36-37页 |
| 2.4 ouabain 局部给药建立螺旋神经元损伤动物模型 | 第37页 |
| 2.5 耳蜗神经干细胞移植 | 第37页 |
| 2.6 免疫荧光染色 | 第37页 |
| 2.7 神经元计数 | 第37-38页 |
| 2.8 统计学分析 | 第38页 |
| 3 结果 | 第38-41页 |
| 3.1 神经干细胞的培养与鉴定 | 第38页 |
| 3.2 神经干细胞移植后的耳蜗形态学观察 | 第38-41页 |
| 4 讨论 | 第41-43页 |
| 实验三 螺旋神经元损伤后 Wnt 通路分子的改变 | 第43-59页 |
| 引言 | 第43页 |
| 1 材料 | 第43-45页 |
| 1.1 实验动物 | 第43页 |
| 1.2 主要试剂 | 第43-44页 |
| 1.3 主要仪器 | 第44-45页 |
| 2 方法 | 第45-54页 |
| 2.1 动物分组 | 第45页 |
| 2.2 ouabain 局部给药建立螺旋神经元损伤动物模型 | 第45页 |
| 2.3 Wnt 信号通路相关分子 PCR 芯片检测 | 第45-49页 |
| 2.4 样品的 RNA 抽提 | 第49-50页 |
| 2.5 DNase I 消化 RNA 样品，去除其中可能含有的基因组 DNA | 第50页 |
| 2.6 RNA 纯化 | 第50-51页 |
| 2.7 RNA 质量检测 | 第51-52页 |
| 2.8 cDNA 合成 | 第52-53页 |
| 2.9 实时定量 PCR | 第53页 |
| 2.10 2-2deltCt 法数据分析 | 第53-54页 |
| 3 结果 | 第54-58页 |
| 3.1 总 RNA 的提取质量 | 第54页 |
| 3.2 PCR 产物特异性分析 | 第54-55页 |
| 3.3 Rat Wnt Signaling Pathway PCR Array 实验结果 | 第55-58页 |
| 4 讨论 | 第58-59页 |
| 实验四 耳蜗雪旺细胞释放 Wnt1 促进神经干细胞向神经元分化 | 第59-71页 |
| 引言 | 第59页 |
| 1 材料 | 第59-61页 |
| 1.1 实验动物 | 第59页 |
| 1.2 主要试剂 | 第59-60页 |
| 1.3 主要仪器 | 第60-61页 |
| 2 方法 | 第61-66页 |
| 2.1 动物分组 | 第61页 |
| 2.2 ouabain 局部给药建立螺旋神经元损伤动物模型 | 第61页 |
| 2.3 螺旋神经节组织的分离 | 第61-62页 |
| 2.4 组织标本总 R N A 抽提 | 第62页 |
| 2.5 总 RNA 定量 | 第62-63页 |
| 2.6 Real Time RT-PCR | 第63-64页 |
| 2.7 RT-PCR | 第64-65页 |
| 2.8 免疫荧光染色 | 第65-66页 |
| 3 结果 | 第66-69页 |
| 3.1 Wnt1 mRNA 相对含量的改变 | 第66页 |
| 3.2 Wnt1 在耳蜗中的表达部位 | 第66-68页 |
| 3.3 神经干细胞中存在 Wnt 经典通路关键分子 | 第68-69页 |
| 4 讨论 | 第69-71页 |
| 实验五 雪旺细胞促神经干细胞分化作用的体外实验研究 | 第71-89页 |
| 引言 | 第71页 |
| 1 材料 | 第71-76页 |
| 1.1 实验动物 | 第71-72页 |
| 1.2 主要试剂 | 第72页 |
| 1.3 免疫细胞化学染色抗体及试剂 | 第72页 |
| 1.4 病毒包装试剂 | 第72-73页 |
| 1.5 细胞培养仪器 | 第73页 |
| 1.6 病毒包装仪器 | 第73-74页 |
| 1.7 慢病毒载体系统质粒基本信息和图谱 | 第74-76页 |
| 2 方法 | 第76-81页 |
| 2.1 耳蜗雪旺细胞的分离和培养 | 第76-77页 |
| 2.2 耳蜗雪旺细胞的纯化 | 第77页 |
| 2.3 耳蜗雪旺细胞的鉴定 | 第77页 |
| 2.4 细胞纯度测定 | 第77-78页 |
| 2.5 慢病毒的生产 | 第78页 |
| 2.6 病毒液滴定测定 | 第78-79页 |
| 2.7 慢病毒感染目的细胞耳蜗雪旺细胞 | 第79-80页 |
| 2.8 Western Blot 试验 | 第80页 |
| 2.9 胚胎神经干细胞的分离、培养 | 第80页 |
| 2.10 transwell 共培养 | 第80-81页 |
| 2.11 免疫荧光染色鉴定神经干细胞向神经元的分化率 | 第81页 |
| 3 结果 | 第81-84页 |
| 3.1 耳蜗雪旺细胞的形态学鉴定 | 第81页 |
| 3.2 耳蜗雪旺细胞鉴定 | 第81页 |
| 3.3 病毒的滴度测定 | 第81页 |
| 3.4 慢病毒感染耳蜗雪旺细胞的荧光观察结果 | 第81-82页 |
| 3.5 慢病毒感染耳蜗雪旺细胞的 Western Blot 检测结果 | 第82-83页 |
| 3.6 共培养 4 d 后 MAP2 免疫荧光染色观察 | 第83-84页 |
| 4 讨论 | 第84-89页 |
| 小结 | 第89-92页 |
| 一、体内实验小结 | 第89-90页 |
| 二、体外实验小结 | 第90-92页 |
| 参考文献 | 第92-100页 |
