| 中文摘要 | 第3-5页 |
| 英文摘要 | 第5-7页 |
| 英文缩略词对照表 | 第12-13页 |
| 1 绪论 | 第13-23页 |
| 1.1 问题的提出 | 第13-14页 |
| 1.2 国内外现状研究 | 第14-20页 |
| 1.2.1 ACL的结构与功能 | 第14-15页 |
| 1.2.2 ACL的损伤与修复 | 第15-16页 |
| 1.2.3 影响ACL损伤修复的因素 | 第16-18页 |
| 1.2.4 促进ACL损伤修复的方法 | 第18-20页 |
| 1.3 本文的研究目的、意义及主要内容 | 第20-23页 |
| 1.3.1 本文的研究目的及意义 | 第20页 |
| 1.3.2 本文的研究内容 | 第20页 |
| 1.3.3 课题的技术路线 | 第20-21页 |
| 1.3.4 课题的特色及创新点 | 第21-23页 |
| 2 滑膜微环境对ACLfs中LOXs与MMPs的影响 | 第23-73页 |
| 2.1 引言 | 第23-24页 |
| 2.2 实验仪器、耗材与试剂 | 第24-29页 |
| 2.2.1 实验仪器和耗材 | 第24-25页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第25-28页 |
| 2.2.3 实验试剂的配制 | 第28-29页 |
| 2.3 实验方法 | 第29-38页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第29页 |
| 2.3.2 收集正常/损伤滑膜上清液 | 第29页 |
| 2.3.3 SCs与正常ACLfs共培养 | 第29页 |
| 2.3.4 CM与正常ACLfs共培养 | 第29-30页 |
| 2.3.5 SCs与损伤ACLfs共培养 | 第30页 |
| 2.3.6 ICM与损伤ACLfs共培养 | 第30页 |
| 2.3.7 炎症因子(TNF-α、IL-1β)处理 | 第30-31页 |
| 2.3.8 力学加载与炎症因子(TNF-α、IL-1β)协同处理 | 第31页 |
| 2.3.9 Flexercell-4000柔性基底拉伸系统 | 第31页 |
| 2.3.10 实时定量PCR分析 | 第31-35页 |
| 2.3.11 WesternBlotting分析 | 第35-37页 |
| 2.3.12 明胶酶谱实验 | 第37-38页 |
| 2.3.13 数据处理与统计分析 | 第38页 |
| 2.4 实验结果 | 第38-68页 |
| 2.4.1 人ACL成纤维细胞与滑膜细胞的原代培养 | 第38-39页 |
| 2.4.2 ACLfs与SCsTrans-well共培养示意图 | 第39页 |
| 2.4.3 SCs对正常ACLfs中LOXs与MMP-1,-2,-3表达的影响 | 第39-41页 |
| 2.4.4 SCs对损伤ACLfs中LOXs与MMP-1,2,3表达的影响 | 第41-44页 |
| 2.4.5 CM对正常ACLfs中LOXs与MMPs表达的影响 | 第44-47页 |
| 2.4.6 ICM对损伤ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第47-49页 |
| 2.4.7 共培养下,不同浓度的TNF-α、IL-1β对ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第49-51页 |
| 2.4.8 SCs共培养下,TNF-α、IL-1β对正常ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第51-56页 |
| 2.4.9 SCs共培养下,TNF-α、IL-1β对损伤ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第56-61页 |
| 2.4.10 CM共培养下,TNF-α、IL-1β对正常ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第61-64页 |
| 2.4.11 ICM共培养下,TNF-α、IL-1β对损伤ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第64-68页 |
| 2.5 分析与讨论 | 第68-70页 |
| 2.6 小结 | 第70-73页 |
| 3 Bay11-7082与EGF协同作用促进ACL愈合 | 第73-103页 |
| 3.1 引言 | 第73-74页 |
| 3.2 实验材料、仪器与试剂 | 第74-78页 |
| 3.2.1 实验仪器和耗材 | 第74-75页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第75-77页 |
| 3.2.3 试剂的配置 | 第77-78页 |
| 3.3 实验方法 | 第78-83页 |
| 3.3.1 体外损伤模型的建立 | 第78页 |
| 3.3.2 信号通路抑制剂处理 | 第78页 |
| 3.3.3 生长因子(TGF-β1、EGF)处理 | 第78页 |
| 3.3.4 力学加载与生长因子(TGF-β1、EGF)协同处理 | 第78页 |
| 3.3.5 Bay11-7082与EGF协同处理 | 第78-79页 |
| 3.3.6 实时定量PCR | 第79页 |
| 3.3.7 蛋白印迹实验 | 第79页 |
| 3.3.8 明胶酶谱实验 | 第79页 |
| 3.3.9 动物ACL损伤模型 | 第79页 |
| 3.3.10 动物模型给药 | 第79-80页 |
| 3.3.11 ACL组织学评价 | 第80-82页 |
| 3.3.12 Masson染色 | 第82页 |
| 3.3.13 力学强度测定 | 第82页 |
| 3.3.14 免疫荧光 | 第82-83页 |
| 3.3.15 数据处理与统计分析 | 第83页 |
| 3.4 实验结果 | 第83-98页 |
| 3.4.1 抑制剂对ACLfs中LOXs和MMP-1,2,3表达的影响 | 第83-86页 |
| 3.4.2 不同浓度TGF-β1/EGF对ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第86-87页 |
| 3.4.3 TGF-β1/EGF对正常ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第87-92页 |
| 3.4.4 TGF-β1/EGF对损伤ACLfs中LOXs和MMPs表达的影响 | 第92-95页 |
| 3.4.5 抑制剂/生长因子对损伤ACLfs中MMP-2活性的影响 | 第95-96页 |
| 3.4.6 协同Bay11-7082/EGF处理损伤ACL后的组织学检查 | 第96-97页 |
| 3.4.7 协同Bay11-7082/EGF处理损伤ACL后的力学评价 | 第97-98页 |
| 3.5 分析与讨论 | 第98-101页 |
| 3.6 本章小结 | 第101-103页 |
| 4 LOX促进胶原交联及调控炎症反应促进ACL损伤修复 | 第103-123页 |
| 4.1 引言 | 第103页 |
| 4.2 实验仪器、耗材与试剂 | 第103-106页 |
| 4.2.1 实验仪器和耗材 | 第103-104页 |
| 4.2.2 实验试剂 | 第104-106页 |
| 4.2.3 试剂配制 | 第106页 |
| 4.3 实验方法 | 第106-109页 |
| 4.3.1 动物ACL损伤模型 | 第106页 |
| 4.3.2 MTS分析细胞活力 | 第106页 |
| 4.3.3 实时定量PCR | 第106-107页 |
| 4.3.4 细胞免疫荧光染色 | 第107页 |
| 4.3.5 转录组表达谱测序分析 | 第107-108页 |
| 4.3.6 转录组信息分析 | 第108-109页 |
| 4.3.7 统计 | 第109页 |
| 4.4 实验结果 | 第109-120页 |
| 4.4.1 关节腔注射LOX后损伤ACL的力学评价 | 第109-110页 |
| 4.4.2 关节内注射LOX调控炎症恢复损伤ACL组织结构 | 第110页 |
| 4.4.3 TNF-α诱导下的LOX处理ACLfs细胞活性 | 第110-111页 |
| 4.4.4 TNF-α诱导下LOX处理ACLfs细胞周期表征 | 第111页 |
| 4.4.5 TNF-α诱导下LOX处理相关基因表达情况 | 第111-112页 |
| 4.4.6 TNF-α炎症诱导ACLfs的表达谱分析 | 第112-113页 |
| 4.4.7 单纯LOX条件处理下的ACLfs表达谱分析 | 第113-114页 |
| 4.4.8 TNF-α炎症诱导下LOX条件处理后ACLfs表达谱分析 | 第114-115页 |
| 4.4.9 LOX调节TNF-α诱导的ACLfs炎症反应转录表达谱分析 | 第115-117页 |
| 4.4.10 遴选三组处理共有差异表达基因作为LOX潜在的靶点 | 第117-120页 |
| 4.5 分析与讨论 | 第120-121页 |
| 4.6 本章小结 | 第121-123页 |
| 5 结论与展望 | 第123-127页 |
| 5.1 主要结论 | 第123-124页 |
| 5.2 后续研究工作进展 | 第124-127页 |
| 致谢 | 第127-129页 |
| 参考文献 | 第129-141页 |
| 附录 | 第141-142页 |
| A.作者在攻读学位期间发表的论文目录 | 第141-142页 |
| B.作者在攻读博士学位期间参加的科研项目 | 第142页 |
