| 摘要 | 第4-8页 |
| Abstract | 第8-12页 |
| 英文缩略语 | 第13-20页 |
| 第一部分 ：HIF-2α通过mtROS调控ERS通路介导乳腺癌干细胞耐药的机制研究 | 第20-56页 |
| 1 前言 | 第20-21页 |
| 2 材料方法 | 第21-32页 |
| 2.1 主要试剂和仪器 | 第21-23页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第21-22页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第22-23页 |
| 2.2 实验材料 | 第23页 |
| 2.2.1 细胞来源 | 第23页 |
| 2.2.2 实验动物 | 第23页 |
| 2.3 实验方法 | 第23-32页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第23-24页 |
| 2.3.2 细胞转染及稳定转染细胞株的筛选 | 第24页 |
| 2.3.3 克隆形成实验 | 第24页 |
| 2.3.4 qRT-PCR分析 | 第24-25页 |
| 2.3.5 Westernblot分析 | 第25-27页 |
| 2.3.6 软琼脂集落形成实验 | 第27页 |
| 2.3.7 MTT细胞增殖分析 | 第27页 |
| 2.3.8 Mitosox检测 | 第27-28页 |
| 2.3.9 透射电镜检测 | 第28页 |
| 2.3.10 血清分化实验 | 第28页 |
| 2.3.11 CD44CD24表面蛋白检测 | 第28页 |
| 2.3.12 ALDEFLOUR检测 | 第28页 |
| 2.3.13 Transwell迁移实验 | 第28-29页 |
| 2.3.14 LC-MS/MS检测细胞及组织内PTX浓度 | 第29页 |
| 2.3.15 裸鼠移植瘤模型建立 | 第29-30页 |
| 2.3.16 小动物活体成像 | 第30页 |
| 2.3.17 免疫组织化学 | 第30-31页 |
| 2.3.18 组织免疫荧光 | 第31页 |
| 2.3.19 统计分析 | 第31-32页 |
| 3 结果 | 第32-54页 |
| 3.1 乳腺癌干细胞的诱导及干性鉴定 | 第32-36页 |
| 3.1.1 MCF-7MS细胞的诱导及干性鉴定 | 第32-34页 |
| 3.1.2 T47DMS细胞的诱导及干性鉴定 | 第34-36页 |
| 3.2 MCF-7MS、T47DMS细胞对PTX耐药,且PTX诱导其高表达HIF-2a. | 第36-38页 |
| 3.3 临床病例乳腺癌组织高表达HIF-2α且伴随预后不良 | 第38-40页 |
| 3.4 构建沉默及过表达HIF-2α乳腺癌细胞模型 | 第40-44页 |
| 3.4.1 沉默HIF-2α细胞模型构建 | 第40-42页 |
| 3.4.2 过表达HIF-2α细胞模型构建 | 第42-44页 |
| 3.5 干扰HIF-2α改变了MCF-7MS、T47DMS的耐药性 | 第44-48页 |
| 3.6 干扰HIF-2α改变BCSCs的UPR通路活性 | 第48-50页 |
| 3.7 HIF-2α通过mtROS影响PDI活性调控UPR通路 | 第50-52页 |
| 3.8 在体验证,沉默HIF-2α抑制MCF-7MS致瘤性 | 第52-54页 |
| 4 讨论 | 第54-56页 |
| 第二部分 ：EGCG靶向HIF-2α抑制乳腺癌干细胞耐药作用的研究 | 第56-68页 |
| 1 前言 | 第56-57页 |
| 2 材料方法 | 第57-61页 |
| 2.1 主要试剂和仪器 | 第57-58页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第57-58页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第58页 |
| 2.2 实验材料 | 第58页 |
| 2.2.1 细胞来源 | 第58页 |
| 2.2.2 实验动物 | 第58页 |
| 2.3 实验方法 | 第58-61页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第58页 |
| 2.3.2 Westernblot分析 | 第58页 |
| 2.3.3 MTT细胞增殖分析 | 第58-59页 |
| 2.3.4 克隆形成实验 | 第59页 |
| 2.3.5 免疫组织化学 | 第59页 |
| 2.3.6 HE染色 | 第59页 |
| 2.3.7 MOE分子对接预测 | 第59页 |
| 2.3.8 OWLS体外分子对接 | 第59-60页 |
| 2.3.9 裸鼠移植瘤模型建立 | 第60页 |
| 2.3.10 统计分析 | 第60-61页 |
| 3 结果 | 第61-67页 |
| 3.1 EGCG抑制HIF-2α及UPR通路增敏BCSCs对PTX药物敏感性 | 第61-63页 |
| 3.2 在体验证,EGCG抑制HIF-2α及UPR通路增敏BCSCs对PTX药物敏感性 | 第63-64页 |
| 3.3 EGCG靶向结合HIF-2α活性位点,抑制HIF-2α活性 | 第64-67页 |
| 4 讨论 | 第67-68页 |
| 第三部分 ：HIF-2α通过Wnt、Notch通路调控乳腺癌细胞药物敏感性的作用与机制研究 | 第68-86页 |
| 1 前言 | 第68-69页 |
| 2 材料方法 | 第69-72页 |
| 2.1 主要试剂和仪器 | 第69-70页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第69-70页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第70页 |
| 2.2 实验材料 | 第70页 |
| 2.2.1 细胞来源 | 第70页 |
| 2.2.2 实验动物 | 第70页 |
| 2.3 实验方法 | 第70-72页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第70-71页 |
| 2.3.2 细胞转染及稳定转染细胞株的筛选 | 第71页 |
| 2.3.3 qRT-PCR | 第71页 |
| 2.3.4 WesternBlot | 第71页 |
| 2.3.5 MTT检测细胞增殖 | 第71页 |
| 2.3.6 软琼脂克隆形成 | 第71页 |
| 2.3.7 流式检测细胞凋亡 | 第71页 |
| 2.3.8 裸鼠移植瘤 | 第71-72页 |
| 2.3.9 小动物活体成像 | 第72页 |
| 2.3.10 组织TUNEL染色: | 第72页 |
| 2.3.11 统计分析 | 第72页 |
| 3 结果 | 第72-84页 |
| 3.1 长期低氧增强乳腺癌MCF7、MDA-MB-231耐药性,并诱导HIF-2α高表达 | 第72-74页 |
| 3.2 过表达HIF-2α增强MCF-7、MDA-MB-231对PTX的耐药性 | 第74-76页 |
| 3.3 HIF-2α通过激活Wnt通路增强乳腺细胞的干性,促进耐药 | 第76-79页 |
| 3.4 HIF-2α激活Notch通路增强乳腺癌细胞的干性,促进耐药 | 第79-81页 |
| 3.5 在体过表达HIF-2α激活Wnt和Notch通路增强乳腺癌MCF-7细胞的耐药性 | 第81-84页 |
| 4 讨论 | 第84-86页 |
| 第四部分 ：ZEB2和ALDH1A1联合表达与乳腺癌患者的预后不良相关 | 第86-96页 |
| 1 前言 | 第86-87页 |
| 2 材料方法 | 第87-88页 |
| 2.1 主要试剂和仪器 | 第87页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第87页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第87页 |
| 2.2 实验材料 | 第87页 |
| 2.2.1 组织来源 | 第87页 |
| 2.3 实验方法 | 第87-88页 |
| 2.3.1 免疫组织化学 | 第87页 |
| 2.3.2 TCGA数据分析 | 第87页 |
| 2.3.3 统计分析 | 第87-88页 |
| 3 结果 | 第88-95页 |
| 3.1 ZEB2与ALDH1A1表达与乳腺癌患者肿物大小、TNM分期及淋巴结转移正相关 | 第88-91页 |
| 3.2 ZEB2与ALDH1A1联合表达与乳腺癌患者淋巴结转移,TNM分期正相关性 | 第91-92页 |
| 3.3 ZEB2与ALDH1A1联合表达与乳腺癌患者不良预后正相关 | 第92-95页 |
| 4 讨论 | 第95-96页 |
| 结论 | 第96-97页 |
| 本研究创新性的自我评价 | 第97-98页 |
| 参考文献 | 第98-108页 |
| 综述(已发表) | 第108-122页 |
| 参考文献 | 第116-122页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第122-124页 |
| 致谢 | 第124-125页 |
| 个人简介 | 第125页 |
