| 摘要 | 第1-16页 |
| ABSTRACT | 第16-21页 |
| 文献综述 | 第21-84页 |
| 第一章 水稻-条斑病菌互作系统中的科学问题 | 第22-58页 |
| 1 水稻-条斑病菌互作系统 | 第22-31页 |
| ·水稻条斑病 | 第23-24页 |
| ·水稻条斑病菌 | 第24-26页 |
| ·水稻-条斑病菌互作系统中的科学问题 | 第26-31页 |
| 2 水稻条斑病菌致病性相关因子 | 第31-46页 |
| ·胞外水解酶 | 第31-32页 |
| ·毒素 | 第32-33页 |
| ·胞外多糖(EPS和LPS) | 第33-37页 |
| ·dsp基因 | 第37页 |
| ·hrp基因 | 第37-41页 |
| ·T3SS效应蛋白 | 第41-46页 |
| 3 水稻条斑病菌致病性调控网络 | 第46-58页 |
| ·HrpX/HrpG调控系统 | 第48-50页 |
| ·QS调控系统 | 第50-56页 |
| ·ColR/ColS调控系统 | 第56页 |
| ·RavS/RavR调控系统 | 第56-57页 |
| ·RsmA转录后调控 | 第57-58页 |
| 第二章 植物病原细菌的营养与代谢 | 第58-84页 |
| 1 细菌的营养及其吸收方式 | 第58-64页 |
| ·细菌的营养物质 | 第58-63页 |
| ·细菌的营养类型 | 第63-64页 |
| ·细菌营养物质的吸收与运转 | 第64页 |
| 2 细菌的碳代谢 | 第64-70页 |
| ·细菌碳代谢的基本状况 | 第65-66页 |
| ·细菌碳代谢的生物学作用 | 第66-69页 |
| ·细菌碳代谢与毒性的关系 | 第69-70页 |
| 3 植物病原细菌的碳源代谢途径 | 第70-78页 |
| ·糖酵解途径 | 第70-74页 |
| ·ED途径 | 第74页 |
| ·磷酸戊糖途径 | 第74-75页 |
| ·糖异生途径 | 第75-78页 |
| 4 植物病原细菌碳源代谢与致病性的关联性 | 第78-83页 |
| ·与群体感应(Quorum sensing)的关联性 | 第79页 |
| ·与胞外多糖的关联性 | 第79-82页 |
| ·与hrp系统的关联性 | 第82-83页 |
| 5 研究现状及展望 | 第83-84页 |
| 研究内容 | 第84-230页 |
| 第一章 Tn5转座子介导的水稻条斑病菌突变体库的构建、筛选与Tn5插入位点的确定 | 第86-112页 |
| 摘要 | 第86-87页 |
| 1 材料与方法 | 第87-100页 |
| ·菌株与质粒 | 第87-88页 |
| ·引物设计与合成 | 第88-89页 |
| ·培养基 | 第89页 |
| ·本实验室所用抗生素浓度 | 第89页 |
| ·试剂与仪器 | 第89页 |
| ·电转化 | 第89-90页 |
| ·水稻条斑病菌突变体库的构建与保存 | 第90-91页 |
| ·植物材料与接种 | 第91页 |
| ·细菌基因组DNA的提取 | 第91-92页 |
| ·DNA操作体系的建立 | 第92-94页 |
| ·Southern blot杂交 | 第94-96页 |
| ·热转化 | 第96-97页 |
| ·菌落PCR验证 | 第97页 |
| ·质粒提取与酶切验证 | 第97-98页 |
| ·TAIL-PCR获取Tn5旁侧序列体系的建立 | 第98-100页 |
| 2 结果与分析 | 第100-109页 |
| ·X. oryzae pv.oryzicola RS105菌株突变体库的构建与质量检测 | 第100-102页 |
| ·植物表型分析 | 第102-105页 |
| ·Southern Blot | 第105页 |
| ·TAIL-PCR获取Tn5插入旁侧序列 | 第105-109页 |
| 3 讨论 | 第109-112页 |
| 第二章 七个参与水稻条斑病菌致病性的新基因鉴别与功能分析 | 第112-144页 |
| 摘要 | 第112-114页 |
| 1 材料与方法 | 第114-128页 |
| ·菌株与质粒 | 第114-115页 |
| ·引物设计与合成 | 第115-119页 |
| ·培养基 | 第119-121页 |
| ·本实验所用的抗生素浓度 | 第121页 |
| ·试剂与仪器 | 第121页 |
| ·电转化 | 第121页 |
| ·细菌基因组DNA的提取 | 第121-122页 |
| ·DNA操作体系的建立 | 第122页 |
| ·Southern blot杂交 | 第122页 |
| ·植物实验 | 第122页 |
| ·质粒提取与酶切验证 | 第122-123页 |
| ·热转化 | 第123页 |
| ·茵落PCR验证 | 第123页 |
| ·TAIL-PCR获取Tn5旁侧序列体系的建立 | 第123页 |
| ·功能互补子的构建 | 第123页 |
| ·培养基中细菌生长能力的测定 | 第123页 |
| ·水稻悬浮细胞的制备 | 第123-124页 |
| ·NB、MMX培养基与水稻悬浮细胞诱导细菌体系的建立 | 第124页 |
| ·RNA的提取、纯化与反转录 | 第124-126页 |
| ·Real-time PCR | 第126-128页 |
| 2 结果与分析 | 第128-141页 |
| ·27个Tn5插入突变体参与X. oryzae pv. oryzicola在寄主植物上的致病性与非寄主植物上的HR | 第128-130页 |
| ·Tn5插入基因的序列分析 | 第130-137页 |
| ·13个参与X. oryzae pv. oryzicola致病性Tn5插入突变体功能互补分析 | 第137-140页 |
| ·7个新基因在植物组织中是高度诱导表达的 | 第140-141页 |
| 3 讨论 | 第141-144页 |
| 第三章 水稻条斑病菌果糖-1,6-二磷酸醛缩酶基因在毒性中的作用 | 第144-172页 |
| 摘要 | 第144-146页 |
| 1 材料与方法 | 第146-156页 |
| ·菌株与质粒 | 第146-148页 |
| ·引物设计与合成 | 第148-151页 |
| ·培养基 | 第151-152页 |
| ·本实验所用的抗生素浓度 | 第152页 |
| ·试剂与仪器 | 第152页 |
| ·电转化 | 第152页 |
| ·细菌基因组DNA的提取 | 第152页 |
| ·DNA操作体系的建立 | 第152页 |
| ·Southem blot杂交 | 第152页 |
| ·植物实验 | 第152页 |
| ·质粒提取与酶切验证 | 第152页 |
| ·热转化 | 第152-153页 |
| ·菌落PCR验证 | 第153页 |
| ·fbaB突变体的构建 | 第153页 |
| ·功能互补子的构建 | 第153页 |
| ·培养基中细菌生长能力的测定 | 第153页 |
| ·fbaB突变体利用不同碳源的能力 | 第153页 |
| ·胞外多糖(extracellular polysaccharide,EPS)检测 | 第153-154页 |
| ·水稻悬浮细胞的制备 | 第154页 |
| ·培养基与水稻悬浮细胞诱导细菌体系的建立 | 第154页 |
| ·PCR扩增定点突变fbaB PIP-box基序 | 第154页 |
| ·fbaB报告质粒的构建 | 第154-155页 |
| ·GUS检测启动子活性 | 第155-156页 |
| ·RNA的提取、纯化与反转录 | 第156页 |
| ·Real-time PCR | 第156页 |
| ·RT-PCR | 第156页 |
| 2 结果与分析 | 第156-167页 |
| ·fbaB是X. oryzae pv.oryzicola在植物上全毒性和生长所必需的 | 第156-159页 |
| ·fbaB对于X. oryzae pv. oryzicola获取果糖、丙酮酸和苹果酸为碳源生长具有重要作用 | 第159-161页 |
| ·fbaB影响X. oryzae pv. oryzicola胞外多糖(EPS)的产生 | 第161页 |
| ·fbaB受HrpX和HrpG的负调控 | 第161-163页 |
| ·不同的碳水化合物对X oryzae pv. oryzicola的hrpX、hrpG、fbaB的表达有不同的影响 | 第163-164页 |
| ·fbaB正调控hrpX和hrpG的表达水平,但负调控hrcC、hrpE和hpa3的转录 | 第164-166页 |
| ·hrcC、hrpE和hpa3是X. oryzae pv. oryzicola利用丙酮酸和苹果酸所必需的 | 第166-167页 |
| 3 讨论 | 第167-172页 |
| 第四章 水稻条斑病菌6-磷酸葡萄糖脱氢酶基因在毒性中的功能 | 第172-188页 |
| 摘要 | 第172-173页 |
| 1 材料与方法 | 第173-178页 |
| ·菌株与质粒 | 第173-174页 |
| ·引物设计与合成 | 第174-175页 |
| ·培养基 | 第175页 |
| ·本实验所用的抗生素浓度 | 第175页 |
| ·试剂与仪器 | 第175页 |
| ·细菌基因组DNA的提取 | 第175-176页 |
| ·DNA操作体系的建立 | 第176页 |
| ·植物实验 | 第176页 |
| ·质粒提取与酶切验证 | 第176页 |
| ·热转化 | 第176页 |
| ·菌落PCR验证 | 第176页 |
| ·zwf突变体的构建 | 第176页 |
| ·功能互补子的构建 | 第176页 |
| ·电转化 | 第176-177页 |
| ·培养基中细菌生长能力的测定 | 第177页 |
| ·zwf突变体利用不同碳源的能力 | 第177页 |
| ·胞外多糖(extracellular polysaccharide,EPS)检测 | 第177页 |
| ·胞外蛋白水解酶(extracellular protease activity)检测 | 第177页 |
| ·游动性(motility)测定 | 第177页 |
| ·水稻悬浮细胞的制备 | 第177页 |
| ·培养基与水稻悬浮细胞诱导细菌体系的建立 | 第177页 |
| ·RNA的提取、纯化与反转录 | 第177-178页 |
| ·Real-time PCR | 第178页 |
| 2 结果与分析 | 第178-186页 |
| ·X. oryzae pv. oryzae zwf缺失突变体的构建 | 第178-180页 |
| ·zwf是X. oryzae pv. oryzicola在植物上全毒性所必需的 | 第180页 |
| ·zwf是X. oryzae pv, oryzicola获取碳水化合物所必需的 | 第180-181页 |
| ·不同碳水化合物对X oryzae pv. oryzicola zwf转录表达的诱导 | 第181-182页 |
| ·zwf对X. oryzae pv. oryzicola rpfF、rpfG和clp基因表达的影响 | 第182-183页 |
| ·zwf影响X. oryzae pv. oryzicola胞外多糖(EPS)的产生 | 第183-184页 |
| ·zwf影响X oryzae pv.oryzicola的游动性 | 第184-186页 |
| ·zwf影响X oryzae pv.oryzicola的胞外水解酶活性 | 第186页 |
| 3 讨论 | 第186-188页 |
| 第五章 水稻条斑病菌6-磷酸葡糖异构酶基因在毒性中的功能 | 第188-204页 |
| 摘要 | 第188-189页 |
| 1 材料与方法 | 第189-194页 |
| ·菌株与质粒 | 第189-190页 |
| ·引物设计与合成 | 第190-191页 |
| ·培养基 | 第191页 |
| ·本实验所用的抗生素浓度 | 第191页 |
| ·试剂与仪器 | 第191-192页 |
| ·细菌基因组DNA的提取 | 第192页 |
| ·DNA操作体系的建立 | 第192页 |
| ·植物实验 | 第192页 |
| ·质粒提取与酶切验证 | 第192页 |
| ·热转化 | 第192页 |
| ·菌落PCR验证 | 第192页 |
| ·pgi突变体的构建 | 第192页 |
| ·功能互补子的构建 | 第192页 |
| ·电转化 | 第192-193页 |
| ·培养基中细菌生长能力的测定 | 第193页 |
| ·pgi突变体利用不同碳源的能力 | 第193页 |
| ·胞外多糖(extracellular polysaccharide,EPS)检测 | 第193页 |
| ·DSF检测 | 第193页 |
| ·游动性(motility)测定 | 第193页 |
| ·水稻悬浮细胞的制备 | 第193页 |
| ·培养基与水稻悬浮细胞诱导细菌体系的建立 | 第193-194页 |
| ·RNA的提取、纯化与反转录 | 第194页 |
| ·Real-time PCR | 第194页 |
| 2 结果与分析 | 第194-201页 |
| ·pgi是X. oryzae pv. oryzicola在植物上全毒性所必需的 | 第194-197页 |
| ·pgi是X. oryzae pv. oryzicola获取碳水化合物所必需的 | 第197-198页 |
| ·pgi对X oryzae pv. oryzicola rpfF、rpfC和clp表达的影响 | 第198页 |
| ·pgi影响X. oryzae pv. oryzicola DSF信号的产生 | 第198-200页 |
| ·pgi影响X. oryzae pv. oryzicola 胞外多糖（EPS)的产生 | 第200页 |
| ·pgi影响X oryzae pv. oryzicola的游动性 | 第200-201页 |
| 3 讨论 | 第201-204页 |
| 第六章 水稻白叶枯病菌a-酮戊二酸转运蛋白基因的功能研究 | 第204-230页 |
| 摘要 | 第204-206页 |
| 1 材料与方法 | 第206-218页 |
| ·菌株与质粒 | 第206-208页 |
| ·引物设计与合成 | 第208-210页 |
| ·培养基 | 第210页 |
| ·本实验所用的抗生素浓度 | 第210页 |
| ·试剂与仪器 | 第210页 |
| ·电转化 | 第210-211页 |
| ·细菌基因组DNA的提取 | 第211页 |
| ·DNA操作体系的建立 | 第211页 |
| ·Southern blot杂交 | 第211页 |
| ·植物实验 | 第211页 |
| ·质粒提取与酶切验证 | 第211页 |
| ·热转化 | 第211页 |
| ·菌落PCR验证 | 第211页 |
| ·kgtP突变体的构建 | 第211页 |
| ·功能互补子的构建 | 第211-212页 |
| ·培养基中细菌生长能力的测定 | 第212页 |
| ·kgtP突变体利用不同碳源的能力 | 第212页 |
| ·利用avrXa10_(29-1102)作为报道基因检测KgtP的分泌性 | 第212页 |
| ·水稻悬浮细胞的制备 | 第212页 |
| ·培养基与水稻悬浮细胞诱导细菌体系的建立 | 第212页 |
| ·GFP融合检测kgtP基因的表达是否依赖HrpX | 第212-213页 |
| ·RNA的提取、纯化与反转录 | 第213页 |
| ·Real-time PCR | 第213-214页 |
| ·RT-PCR | 第214页 |
| ·Western blot检测KgtP的分泌性 | 第214-216页 |
| ·拟南芥叶肉原生质体的瞬时表达 | 第216-217页 |
| ·农杆菌介导的瞬时表达 | 第217-218页 |
| 2 结果与分析 | 第218-227页 |
| ·X. oryzae pv. oryzae kgtP缺失突变体的构建 | 第218-220页 |
| ·kgtP是X. oryzae pv. oryzae在植物上全毒性和生长所必需的 | 第220-221页 |
| ·kgtP是X. oryzae pv. oryzae获取α-酮戊二酸所必需的 | 第221-223页 |
| ·HrpX正调控X. oryzaepv. oryzae kgtP的表达 | 第223-224页 |
| ·X oryzae pv. oryzae kgtP是受诱导表达的 | 第224-225页 |
| ·X oryzae pv. oryzae KgtP是通过T3SS分泌的 | 第225-226页 |
| ·X oryzae pv. oryzae KgtP在植物细胞中的定位 | 第226-227页 |
| 3 讨论 | 第227-230页 |
| 全文总结 | 第230-232页 |
| 本论文主要创新点 | 第232-234页 |
| 参考文献 | 第234-264页 |
| 攻读博士学位期间发表的文章 | 第264-266页 |
| 致谢 | 第266页 |
