| 中文摘要 | 第10-12页 |
| Abstract | 第12-14页 |
| 1 前言 | 第15-41页 |
| 1.1 植物干细胞池的组织学特征 | 第16-21页 |
| 1.1.1 静止中心与组织中心的维持 | 第17-18页 |
| 1.1.2 根尖分生组织的细胞形态建成 | 第18-21页 |
| 1.1.2.1 PLT途径与根尖干细胞池维持 | 第19-20页 |
| 1.1.2.2 SCR-SHR途径维持基本组织的形成 | 第20-21页 |
| 1.2 生长素与根尖干细胞维持 | 第21-24页 |
| 1.2.1 SCFTIR1/AFBs生长素感知信号途径 | 第21-22页 |
| 1.2.2 非转录依赖性的生长素响应途径 | 第22-23页 |
| 1.2.3 生长素信号转导参与干细胞维持 | 第23页 |
| 1.2.4 生长素调节胚根的形成 | 第23-24页 |
| 1.3 其它因子参与干细胞的维持 | 第24-29页 |
| 1.3.1 细胞周期因子参与干细胞维持 | 第24-25页 |
| 1.3.2 表观调控与干细胞维持 | 第25-26页 |
| 1.3.3 干细胞维持的空间协调性 | 第26-29页 |
| 1.4 RNA聚合酶ⅡCTD协调转录以及RNA的加工处理 | 第29-39页 |
| 1.4.1 CTD的结构以及修饰作用 | 第29-31页 |
| 1.4.1.1 酵母和哺乳动物中的CTD激酶 | 第29页 |
| 1.4.1.2 拟南芥CDKF;1是植物CTD特异的Ser7激酶 | 第29-30页 |
| 1.4.1.3 CTD磷酸酶 | 第30-31页 |
| 1.4.2 重复序列以及CTD长度的重要性 | 第31-33页 |
| 1.4.3 转录循环的早期事件 | 第33-35页 |
| 1.4.4 CTD与转录的延伸以及染色质化 | 第35页 |
| 1.4.5 CTD与RNA的加工处理 | 第35-36页 |
| 1.4.6 RNA聚合酶Ⅱ的暂停现象 | 第36-39页 |
| 1.4.6.1 转录停靠的机制 | 第36-37页 |
| 1.4.6.2 转录停靠的关键因子 | 第37-38页 |
| 1.4.6.3 移动来产生延伸 | 第38-39页 |
| 1.5 CRISPR/Cas9基因组定向编辑技术的发展及其在植物中的应用 | 第39-40页 |
| 1.6 本研究的目的和意义 | 第40-41页 |
| 2 材料与方法 | 第41-59页 |
| 2.1 实验材料 | 第41-43页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第41页 |
| 2.1.2 菌株和质粒 | 第41页 |
| 2.1.3 生化试剂 | 第41页 |
| 2.1.4 实验引物 | 第41-43页 |
| 2.2 实验方法 | 第43-59页 |
| 2.2.1 植物基因组DNA的提取 | 第43页 |
| 2.2.2 表达载体的构建 | 第43-46页 |
| 2.2.2.1 PCR引物设计 | 第43页 |
| 2.2.2.2 PCR扩增目的片段 | 第43-44页 |
| 2.2.2.3 DNA片段的回收(试剂盒法) | 第44页 |
| 2.2.2.4 载体与目的片段酶切 | 第44页 |
| 2.2.2.5 目的DNA片段与表达载体连接 | 第44-45页 |
| 2.2.2.6 大肠杆菌感受态细胞的制备 | 第45页 |
| 2.2.2.7 大肠杆菌感受态细胞的转化(热激法) | 第45页 |
| 2.2.2.8 质粒DNA的提取 | 第45-46页 |
| 2.2.2.9 DNA序列测序 | 第46页 |
| 2.2.3 CRISPR技术实验步骤 | 第46-47页 |
| 2.2.3.1 引物设计 | 第46页 |
| 2.2.3.2 载体酶切、去磷酸化 | 第46-47页 |
| 2.2.3.3 片段磷酸化、复性成双链 | 第47页 |
| 2.2.3.4 连接与转化 | 第47页 |
| 2.2.3.5 测序 | 第47页 |
| 2.2.4 根癌农杆菌GV3101感受态细胞的制备与转化 | 第47-48页 |
| 2.2.4.1 根癌农杆菌GV3101感受态细胞的制备 | 第47-48页 |
| 2.2.4.2 液氮冷冻法转化农杆菌 | 第48页 |
| 2.2.5 拟南芥的栽培与转化 | 第48-49页 |
| 2.2.5.1 拟南芥的栽培 | 第48页 |
| 2.2.5.2 拟南芥的转化 | 第48-49页 |
| 2.2.6 转基因拟南芥阳性植株的筛选 | 第49页 |
| 2.2.7 植物总RNA的提取 | 第49-50页 |
| 2.2.8 反转录 | 第50-51页 |
| 2.2.9 荧光定量PCR | 第51页 |
| 2.2.10 GUS活性检测 | 第51-52页 |
| 2.2.10.1 GUS染色 | 第51-52页 |
| 2.2.10.2 GUS报导基因的定量检测 | 第52页 |
| 2.2.11 激光共聚焦显微镜观察 | 第52-53页 |
| 2.2.12 WesternBlot实验 | 第53-56页 |
| 2.2.12.1 植物蛋白的提取 | 第53页 |
| 2.2.12.2 蛋白质浓度检测(Bradford法) | 第53-54页 |
| 2.2.12.3 试剂配制 | 第54-55页 |
| 2.2.12.4 蛋白质凝胶电泳 | 第55-56页 |
| 2.2.12.5 转膜、抗体孵育及显色 | 第56页 |
| 2.2.13 染色质免疫共沉淀实验 | 第56-59页 |
| 2.2.13.1 配制缓冲液 | 第56-57页 |
| 2.2.13.2 CHIP实验 | 第57-59页 |
| 3 结果与分析 | 第59-93页 |
| 3.1 CARD1蛋白是一个控制植物整个发育阶段的调节子 | 第59-60页 |
| 3.2 CARD1蛋白限制茎顶端分生组织的大小 | 第60-62页 |
| 3.3 CARD1蛋白是RNA聚合酶Ⅱ的最大亚基RPB | 第62-63页 |
| 3.4 CRISPR技术产生一系列card1s突变体 | 第63-65页 |
| 3.5 表型互补实验 | 第65-66页 |
| 3.6 CARD1蛋白的表达模式分析 | 第66-68页 |
| 3.7 CARD1蛋白限制根尖分生组织大小以及QC的分裂 | 第68-70页 |
| 3.8 CTD功能域截短导致细胞周期加快 | 第70-73页 |
| 3.8.1 ProCYCD6;1:GUS显示突变体根尖细胞不对称分裂明显 | 第72页 |
| 3.8.2 card1-1突变体中细胞周期途径关键蛋白上调 | 第72-73页 |
| 3.9 CARD1蛋白通过PLT途径参与根尖干细胞的维持 | 第73-77页 |
| 3.9.1 card1-1突变体中PLT蛋白浓度减少 | 第74页 |
| 3.9.2 card1-1突变体中干细胞池区域扩大 | 第74-75页 |
| 3.9.3 突变体根尖皮层和内皮层细胞分裂明显 | 第75-77页 |
| 3.10 RPB1的全长CTD维持可诱导基因的转录活性 | 第77-81页 |
| 3.11 RNA聚合酶Ⅱ的CTD功能域截短导致磷酸化状态改变并且加速了细胞周期 | 第81-83页 |
| 3.12 RNA聚合酶ⅡCTD的Ser2P磷酸化水平的增加导致细胞周期加快 | 第83-85页 |
| 3.13 CTD磷酸酶cpl3-1和card1-1在根粗及下胚轴长度上有相似的表型 | 第85页 |
| 3.14 CARD1蛋白参与生长素途径但独立于SCF~(TIRI/AFBs)复合体 | 第85-91页 |
| 3.14.1 card1-1在蛋白水平上表现出对生长素不敏感 | 第87-88页 |
| 3.14.2 card1-1可以补偿axr1-3对生长素的不敏感性 | 第88-89页 |
| 3.14.3 card1-1突变体不直接参与生长素运输途径 | 第89-91页 |
| 3.15 card1-1突变体细胞分裂加快导致细胞死亡现象 | 第91-92页 |
| 3.16 CARD1蛋白CTD功能域参与转录暂停机制的工作模型 | 第92-93页 |
| 4 讨论 | 第93-96页 |
| 4.1 RNA聚合酶Ⅱ的全长CTD对植物个体发育的影响 | 第93页 |
| 4.2 CTD功能域截短导致细胞周期加快 | 第93页 |
| 4.3 CARD1蛋白对细胞命运决定的影响 | 第93-94页 |
| 4.4 RNAPolⅡ的暂停现象对转录活性的影响 | 第94-95页 |
| 4.5 CTD长度在进化上的保守型 | 第95页 |
| 4.6 CTD功能域磷酸化水平的变化影响精确转录 | 第95-96页 |
| 5 结论 | 第96-97页 |
| 参考文献 | 第97-107页 |
| 致谢 | 第107-108页 |
| 攻读学位期间发表论文情况 | 第108页 |
