| 摘要 | 第8-10页 |
| 英文摘要 | 第10-11页 |
| 1 前言 | 第12-28页 |
| 1.1 维管形成层 | 第12-16页 |
| 1.1.1 维管形成层的起源 | 第12-13页 |
| 1.1.2 维管形成层的结构 | 第13-14页 |
| 1.1.3 维管形成层季节性活动式样 | 第14-16页 |
| 1.1.4 杨树维管形成层 | 第16页 |
| 1.2 植物休眠的建立与解除 | 第16-23页 |
| 1.2.1 休眠的建立 | 第16-17页 |
| 1.2.2 休眠的维持 | 第17-18页 |
| 1.2.3 休眠的解除 | 第18-23页 |
| 1.3 蛋白质组学的研究 | 第23-25页 |
| 1.3.1 蛋白质组学的起源及发展 | 第23页 |
| 1.3.2 蛋白质组学研究的技术手段 | 第23-25页 |
| 1.4 林木的蛋白质组研究进展 | 第25-26页 |
| 1.5 本研究的理论依据和研究意义 | 第26-28页 |
| 2 材料与方法 | 第28-38页 |
| 2.1 实验材料 | 第28-30页 |
| 2.1.1 材料的培养 | 第28-29页 |
| 2.1.2 材料的获取 | 第29-30页 |
| 2.2 实验试剂及仪器 | 第30-31页 |
| 2.2.1 实验试剂 | 第30-31页 |
| 2.2.2 实验仪器 | 第31页 |
| 2.3 实验方法 | 第31-38页 |
| 2.3.1 低温诱导解除杨树休眠实验体系 | 第32页 |
| 2.3.2 银腺杨形成层总蛋白的提取 | 第32-33页 |
| 2.3.3 蛋白浓度的检测 | 第33页 |
| 2.3.4 SDS电泳 | 第33页 |
| 2.3.5 蛋白质酶解 | 第33-34页 |
| 2.3.6 iTRAQ标记 | 第34页 |
| 2.3.7 SCX分离 | 第34页 |
| 2.3.8 基于QE的液质联用分析 | 第34-35页 |
| 2.3.9 解剖和组织化学观察 | 第35页 |
| 2.3.10 数据分析 | 第35-36页 |
| 2.3.11 QRT-PCR验证 | 第36-38页 |
| 3 结果 | 第38-84页 |
| 3.1 银腺杨形成层休眠解除期间的显微观察 | 第38-39页 |
| 3.2 蛋白质组学前期的实验结果 | 第39-84页 |
| 3.2.1 蛋白质的提取及检测 | 第39-40页 |
| 3.2.2 iTRAQ标记样本 | 第40页 |
| 3.2.3 蛋白质鉴定的参数选择 | 第40-41页 |
| 3.2.4 蛋白质鉴定的数据采集及质量评估 | 第41页 |
| 3.2.5 蛋白质鉴定的基本信息 | 第41-42页 |
| 3.2.6 蛋白质定量信息统计 | 第42-44页 |
| 3.2.7 蛋白质GO注释 | 第44-48页 |
| 3.2.8 差异蛋白代谢通路的分析 | 第48-84页 |
| 4 讨论 | 第84-88页 |
| 4.1 形成层休眠解除过程中与能量代谢途径相关的蛋白 | 第84-85页 |
| 4.2 形成层休眠解除过程中与次生代谢途径相关的蛋白 | 第85-86页 |
| 4.3 形成层休眠解除过程中与细胞壁，逆境和氧化还原途径的相关蛋白 | 第86页 |
| 4.4 形成层休眠解除过程中与信号转导和激素途径相关的蛋白 | 第86-88页 |
| 5 结论 | 第88-90页 |
| 致谢 | 第90-92页 |
| 参考文献 | 第92-99页 |
| 攻读博士学位期间发表的学术论文 | 第99页 |
