| 摘要 | 第8-11页 |
| ABSTRACT | 第11-14页 |
| 符号及缩略语 | 第15-17页 |
| 前言 | 第17-19页 |
| 第一部分 文献综述 | 第19-45页 |
| 第一章 哺乳动物卵母细胞减数分裂成熟 | 第19-35页 |
| 1 卵母细胞减数分裂成熟过程 | 第19-21页 |
| 2 卵母细胞减数分裂成熟过程中重要的生物学组件 | 第21-27页 |
| 2.1 纺锤体组装检验点 | 第21-24页 |
| 2.2 动粒 | 第24-27页 |
| 3 卵母细胞减数分裂成熟过程中重要的生物学事件 | 第27-35页 |
| 3.1 纺锤体组装 | 第27-28页 |
| 3.2 动粒-微管的连接 | 第28-29页 |
| 3.3 染色体分离 | 第29-32页 |
| 3.4 不均等分裂 | 第32-35页 |
| 第二章 哺乳动物受精过程 | 第35-45页 |
| 1 受精过程中的生物学事件 | 第35-45页 |
| 1.1 精子在雌性生殖道中迁移 | 第35-38页 |
| 1.2 精子和卵丘颗粒细胞相互作用 | 第38-39页 |
| 1.3 顶体反应 | 第39-40页 |
| 1.4 穿透透明带 | 第40-43页 |
| 1.5 精子-卵子融合 | 第43-45页 |
| 第二部分 试验研究 | 第45-113页 |
| 第三章 Zfp207与Bub3结合影响哺乳动物卵母细胞减数分裂成熟 | 第45-69页 |
| 1 试验材料 | 第46-51页 |
| 1.1 抗体和试剂 | 第46-48页 |
| 1.2 主要仪器设备 | 第48-49页 |
| 1.3 抗体和试剂的配制 | 第49-51页 |
| 2 试验方法 | 第51-55页 |
| 2.1 小鼠卵母细胞的采集和体外培养 | 第51页 |
| 2.2 显微注射Zfp207 morpholino (MO) | 第51-52页 |
| 2.3 免疫荧光染色和激光共聚焦显微镜观察 | 第52-53页 |
| 2.4 染色体铺片 | 第53页 |
| 2.5 免疫蛋白印迹法(Western blot) | 第53-55页 |
| 2.6 统计分析 | 第55页 |
| 3 试验结果 | 第55-64页 |
| 3.1 在小鼠卵母细胞减数分裂过程中Zfp207定位在动粒上 | 第55页 |
| 3.2 敲低Zfp207影响卵母细胞纺锤体组装和染色体排列 | 第55-58页 |
| 3.3 敲低Zfp207影响卵母细胞动粒-微管的连接 | 第58-60页 |
| 3.4 敲低Zfp207导致第一极体提前排出 | 第60-61页 |
| 3.5 Zfp207与Bub3结合形成复合体并且影响其蛋白水平 | 第61-64页 |
| 4 讨论 | 第64-67页 |
| 5 小结 | 第67-69页 |
| 第四章 Cullin9通过调控Survivin影响哺乳动物卵母细胞减数分裂成熟 | 第69-87页 |
| 1 试验材料 | 第70-71页 |
| 1.1 抗体和试剂 | 第70-71页 |
| 1.2 主要仪器设备 | 第71页 |
| 1.3 抗体和试剂的配制 | 第71页 |
| 2 试验方法 | 第71-75页 |
| 2.1 小鼠卵母细胞的采集和体外培养 | 第71页 |
| 2.2 显微注射Cullin9 morpholino (MO) | 第71-72页 |
| 2.3 诺考达唑处理卵母细胞 | 第72页 |
| 2.4 小鼠卵巢RNA提取 | 第72-73页 |
| 2.5 RNA变性及反转录 | 第73页 |
| 2.6 PCR反应体系和条件 | 第73-74页 |
| 2.7 PCR产物检测 | 第74页 |
| 2.8 质粒的构建 | 第74-75页 |
| 3 试验结果 | 第75-84页 |
| 3.1 在小鼠卵母细胞减数分裂过程中Cullin9的定位在微管上 | 第75-76页 |
| 3.2 敲低Cullin9影响卵母细胞纺锤体组装和染色体排列 | 第76-78页 |
| 3.3 敲低Cullin9影响卵母细胞中动粒-微管的连接 | 第78页 |
| 3.4 在维持细胞的整倍体性中Cullin9发挥着重要作用 | 第78-80页 |
| 3.5 Cullin9通过Survivin维持α-tubulin的乙酰化水平 | 第80-84页 |
| 4 讨论 | 第84-86页 |
| 5 小结 | 第86-87页 |
| 第五章 Chk2通过调控细胞周期进程影响哺乳动物卵母细胞减数分裂成熟 | 第87-99页 |
| 1 试验材料 | 第88页 |
| 1.1 抗体和试剂 | 第88页 |
| 1.2 主要仪器设备 | 第88页 |
| 1.3 抗体和试剂的配制 | 第88页 |
| 2 试验方法 | 第88-89页 |
| 2.1 小鼠卵母细胞的采集和体外培养 | 第89页 |
| 2.2 抑制Chk2的活性 | 第89页 |
| 2.3 免疫荧光染色 | 第89页 |
| 2.4 挽救试验 | 第89页 |
| 2.5 统计分析 | 第89页 |
| 3 试验结果 | 第89-95页 |
| 3.1 在小鼠卵母细胞减数分裂过程中Chk2的定位 | 第89-90页 |
| 3.2 抑制Chk2的活性影响卵母细胞生发泡破裂 | 第90-91页 |
| 3.3 抑制Chk2的活性影响卵母细胞第一极体排出 | 第91-93页 |
| 3.4 抑制Chk2的活性影响卵母细胞纺锤体组装和染色体排列 | 第93-95页 |
| 4 讨论 | 第95-97页 |
| 5 小结 | 第97-99页 |
| 第六章 褪黑素通过维持Ovastacin和Juno蛋白的水平提高哺乳动物排卵后老化卵母细胞的受精率 | 第99-113页 |
| 1 试验材料 | 第100-101页 |
| 1.1 抗体和试剂 | 第100页 |
| 1.2 主要仪器设备 | 第100-101页 |
| 1.3 抗体和试剂的配制 | 第101页 |
| 2 试验方法 | 第101-102页 |
| 2.1 MⅡ期卵母细胞的获取 | 第101页 |
| 2.2 排卵后老化卵母细胞的培养 | 第101页 |
| 2.3 体外受精 | 第101-102页 |
| 2.4 精子-卵子结合试验 | 第102页 |
| 2.5 活性氧检测 | 第102页 |
| 2.6 卵母细胞的早期凋亡(Annexin-V) | 第102页 |
| 3 试验结果 | 第102-110页 |
| 3.1 褪黑素提高排卵后老化卵子的受精率 | 第102-103页 |
| 3.2 褪黑素提高排卵后老化卵子与精子的结合能力 | 第103-104页 |
| 3.3 褪黑素抑制排卵后老化卵子Zp2的提前切割 | 第104-105页 |
| 3.4 褪黑素恢复Ovasctacin蛋白在排卵后老化卵子中的定位和表达 | 第105-107页 |
| 3.5 褪黑素恢复微丝帽在排卵后老化卵子中的形成 | 第107-108页 |
| 3.6 褪黑素恢复Juno蛋白在排卵后老化卵子中的定位和表达 | 第108页 |
| 3.7 褪黑素降低排卵后老化卵子的ROS的水平,并抑制卵子的早期凋亡 | 第108-110页 |
| 4 讨论 | 第110-112页 |
| 5 小结 | 第112-113页 |
| 参考文献 | 第113-139页 |
| 全文结论 | 第139-141页 |
| 创新性 | 第141页 |
| 存在的问题及进一步研究内容 | 第141-143页 |
| 附录: 发表文章情况 | 第143-145页 |
| 致谢 | 第145页 |
