| 摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略词表 | 第13-15页 |
| 第一章 绪论 | 第15-30页 |
| 1.1 心肌肥大的病理生理过程 | 第15-24页 |
| 1.1.1 心肌肥大综述 | 第15页 |
| 1.1.2 心肌肥大的分子机制 | 第15-21页 |
| 1.1.2.1 细胞内钙信号调控 | 第16-17页 |
| 1.1.2.2 氧化压力 | 第17-20页 |
| 1.1.2.3 细胞内能量代谢 | 第20页 |
| 1.1.2.4 炎症反应 | 第20-21页 |
| 1.1.3 心肌肥大相关信号通路 | 第21-23页 |
| 1.1.3.1 PI3K-Akt信号通路 | 第21页 |
| 1.1.3.2 GPCR-PKC信号 | 第21-22页 |
| 1.1.3.3 DHAC | 第22-23页 |
| 1.1.3.4 NO信号 | 第23页 |
| 1.1.4 心肌肥大的药物疗法 | 第23-24页 |
| 1.2 心肌肥大中的Thioredoxin 1 和Peroxiredoxin 2 | 第24-26页 |
| 1.2.1 硫氧还蛋白（Thioredoxin） | 第24页 |
| 1.2.2 Thioredoxin 1 与心肌肥大 | 第24-26页 |
| 1.2.3 过氧化物氧化还原酶II（Prdx2） | 第26页 |
| 1.3 异甜菊醇与异甜菊醇纳 | 第26-27页 |
| 1.4 研究意义 | 第27-28页 |
| 1.5 研究内容 | 第28-30页 |
| 第二章 Iso诱导的心肌肥大发生发展中的病理变化 | 第30-61页 |
| 2.1 引言 | 第30-31页 |
| 2.2 材料与仪器 | 第31-35页 |
| 2.2.1 细胞系 | 第31页 |
| 2.2.2 实验材料 | 第31-32页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第32-33页 |
| 2.2.4 溶液的配制 | 第33-35页 |
| 2.3 实验方法 | 第35-50页 |
| 2.3.1 实验流程 | 第35页 |
| 2.3.2 细胞培养 | 第35-37页 |
| 2.3.2.1 细胞复苏 | 第35-36页 |
| 2.3.2.2 细胞传代 | 第36-37页 |
| 2.3.2.3 细胞冻存 | 第37页 |
| 2.3.3 细胞处理方法的确立 | 第37页 |
| 2.3.4 心肌肥大模型的建立和验证 | 第37-38页 |
| 2.3.5 细胞横截面积的检测 | 第38-39页 |
| 2.3.6 细胞活性检测 | 第39页 |
| 2.3.7 细胞内活性氧检测 | 第39-40页 |
| 2.3.8 细胞内一氧化氮含量的检测 | 第40页 |
| 2.3.9 H9c2心肌细胞线粒体膜电位的检测 | 第40-41页 |
| 2.3.10 实时荧光定量PCR法（RT-QPCR）检测H9c2细胞mRNA的表达量 | 第41-45页 |
| 2.3.10.1 H9c2总RNA的提取 | 第41-42页 |
| 2.3.10.2 总RNA浓度和纯度的测定 | 第42页 |
| 2.3.10.3 逆转录合成cDNA | 第42-44页 |
| 2.3.10.4 实时荧光定量PCR | 第44-45页 |
| 2.3.11 Western blot检测蛋白质相对含量 | 第45-49页 |
| 2.3.11.1 细胞处理和收集 | 第45-46页 |
| 2.3.11.2 提取细胞总蛋白质 | 第46页 |
| 2.3.11.3 BCA法检测蛋白质浓度 | 第46-47页 |
| 2.3.11.4 SDS-PAGE凝胶电泳 | 第47-48页 |
| 2.3.11.5 转膜 | 第48-49页 |
| 2.3.11.6 免疫印迹检测 | 第49页 |
| 2.3.12 统计学分析 | 第49-50页 |
| 2.4 实验结果 | 第50-58页 |
| 2.4.1 H9c2心肌肥大模型的验证 | 第50-51页 |
| 2.4.2 24 h、48 h、72 h心肌细胞横截面积的检测 | 第51-52页 |
| 2.4.3 MTT实验检测各时间点H9c2心肌细胞活性 | 第52-53页 |
| 2.4.4 Iso处理 24、48、72 h细胞线粒体膜电位的变化 | 第53-54页 |
| 2.4.5 细胞内活性氧含量和NO水平的检测 | 第54-56页 |
| 2.4.6 细胞内抗氧化分子Thioredoxin-1 和Peroxiredoxin-2 的表达量随Iso处理时间延长的变化 | 第56-58页 |
| 2.5 本章讨论 | 第58-60页 |
| 2.6 本章小结 | 第60-61页 |
| 第三章 STVNa对Iso诱导的H9c2心肌肥大的抑制作用 | 第61-75页 |
| 3.1 引言 | 第61-62页 |
| 3.2 材料与仪器 | 第62-63页 |
| 3.2.1 实验材料 | 第62页 |
| 3.2.2 实验仪器 | 第62页 |
| 3.2.3 溶液的配制 | 第62-63页 |
| 3.3 实验方法 | 第63-67页 |
| 3.3.1 实验流程 | 第63页 |
| 3.3.2 SD大鼠心肌肥大模型构建 | 第63-64页 |
| 3.3.3 SD大鼠心肌肥大模型及STVNa药效的验证 | 第64页 |
| 3.3.4 大鼠心脏心肌细胞横截面积检测 | 第64-65页 |
| 3.3.4.1 组织脱水、包埋、切片 | 第64页 |
| 3.3.4.2 HE染色测横截面积 | 第64-65页 |
| 3.3.5 检测大鼠心脏组织肥大标志基因ANP、BNP的表达 | 第65-66页 |
| 3.3.6 细胞横截面积的检测 | 第66页 |
| 3.3.7 MTT法检测细胞活性 | 第66页 |
| 3.3.8 线粒体膜电位的检测 | 第66页 |
| 3.3.9 RT-QPCR法检测细胞肥大标志基因ANP和 β-MHC mRNA的表达量 | 第66页 |
| 3.3.10 统计学分析 | 第66-67页 |
| 3.4 实验结果 | 第67-72页 |
| 3.4.1 STVNa抑制Iso引起的大鼠心肌肥大 | 第67-68页 |
| 3.4.2 STVNa明显降低Iso诱导的心肌细胞横截面积的增加 | 第68-70页 |
| 3.4.3 STVNa没有明显改变H9c2心肌细胞的活性 | 第70页 |
| 3.4.4 STVNa 有效抑制了 Iso 诱导的线粒体膜电位的下降 | 第70-72页 |
| 3.4.5 STVNa有效抑制了Iso引起的肥大标志基因ANP和 β-MHC mRNA的表达增加 | 第72页 |
| 3.5 本章讨论 | 第72-74页 |
| 3.6 本章小结 | 第74-75页 |
| 第四章 STVNa对Iso诱导的H9c2心肌肥大的抑制机理 | 第75-83页 |
| 4.1 引言 | 第75页 |
| 4.2 材料与仪器 | 第75-76页 |
| 4.2.1 实验材料 | 第75-76页 |
| 4.2.2 实验仪器 | 第76页 |
| 4.2.3 溶液的配制 | 第76页 |
| 4.3 实验方法 | 第76-77页 |
| 4.3.1 实验流程 | 第76页 |
| 4.3.2 细胞内ROS含量的检测 | 第76页 |
| 4.3.3 检测Trx1和Prdx2的mRNA表达量 | 第76页 |
| 4.3.4 Trx1和Prdx2蛋白表达量的检测 | 第76页 |
| 4.3.5 统计学分析 | 第76-77页 |
| 4.4 实验结果 | 第77-80页 |
| 4.4.1 STVNa抑制Iso引起的ROS的产生增加 | 第77-78页 |
| 4.4.2 STVNa明显增加细胞内抗氧化蛋白Trx1和Prdx2的表达量 | 第78-80页 |
| 4.5 本章讨论 | 第80-83页 |
| 结论与展望 | 第83-85页 |
| 结论 | 第83页 |
| 创新之处 | 第83页 |
| 展望 | 第83-85页 |
| 参考文献 | 第85-96页 |
| 附录 | 第96-97页 |
| 攻读硕士学位期间取得的研究成果 | 第97-98页 |
| 致谢 | 第98-99页 |
| 附件 | 第99页 |
