| 摘要 | 第6-9页 |
| abstract | 第9-11页 |
| 第一章 PRRSV受体及抗病毒研究进展 | 第16-32页 |
| 1.1 猪繁殖与呼吸综合征病毒 | 第16-19页 |
| 1.1.1 非结构蛋白 | 第17-18页 |
| 1.1.2 结构蛋白 | 第18-19页 |
| 1.2 PRRSV受体研究 | 第19-24页 |
| 1.2.1 硫酸乙酰肝素(HS) | 第19-20页 |
| 1.2.2 唾液酸粘附素(SN) | 第20页 |
| 1.2.3 波形蛋白(VIMENTIN) | 第20-21页 |
| 1.2.4 CD151蛋白 | 第21页 |
| 1.2.5 CD163蛋白 | 第21-22页 |
| 1.2.6 NMHC II-A(MYH9) | 第22-23页 |
| 1.2.7 PRRSV入侵需要病毒受体协同完成 | 第23-24页 |
| 1.3 抗独特性抗体与病毒受体的研究 | 第24-25页 |
| 1.4 抗PRRSV感染研究 | 第25-30页 |
| 1.4.1 病毒进入抑制剂 | 第26-27页 |
| 1.4.2 microRNA在病毒复制过程中其抑制PRRSV感染作用 | 第27页 |
| 1.4.3 中药提取物,化学药物和免疫激动剂抑制PRRSV感染 | 第27-28页 |
| 1.4.4 中和抗体抑制PRRSV感染 | 第28页 |
| 1.4.5 疫苗抑制PRRSV感染 | 第28-30页 |
| 1.5 本研究的目的与意义 | 第30-32页 |
| 第二章 PRRSV抗独特型抗体Mab2-5G2结合MYH9区域的确定 | 第32-39页 |
| 2.1 材料与方法 | 第32-35页 |
| 2.1.1 细胞系和菌株 | 第32页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第32页 |
| 2.1.3 主要仪器 | 第32页 |
| 2.1.4 原代PAM细胞收集 | 第32-33页 |
| 2.1.5 猪源MYH9全长扩增 | 第33-34页 |
| 2.1.6 Mab2-5G2结合MYH9区域的确定 | 第34-35页 |
| 2.2 试验结果 | 第35-38页 |
| 2.2.1 原代PAM细胞收集与显微镜观察 | 第35页 |
| 2.2.2 猪源MYH9全长基因的克隆 | 第35-37页 |
| 2.2.3 Mab2-5G2结合MYH9区域的探究 | 第37-38页 |
| 2.3 讨论 | 第38页 |
| 2.4 小结 | 第38-39页 |
| 第三章 MYH9羧基端的可溶表达和病毒阻断研究 | 第39-63页 |
| 3.1 材料与方法 | 第39-45页 |
| 3.1.1 毒株、细胞系和菌株 | 第39页 |
| 3.1.2 试验所需主要试剂 | 第39页 |
| 3.1.3 主要仪器 | 第39-40页 |
| 3.1.4 PRA克隆构建 | 第40页 |
| 3.1.5 蛋白表达 | 第40页 |
| 3.1.6 PRA蛋白Ni柱纯化酶切去除标签 | 第40-41页 |
| 3.1.7 rTEV蛋白酶表达纯化 | 第41页 |
| 3.1.8 重组PRA蛋白活性的鉴定 | 第41页 |
| 3.1.9 PRA蛋白影响PRRSV复制 | 第41-42页 |
| 3.1.10 PRA蛋白细胞毒性检测 | 第42页 |
| 3.1.11 PRRS病毒和可溶性PRRSVGP5纯化 | 第42-43页 |
| 3.1.12 病毒捕获试验 | 第43-44页 |
| 3.1.13 免疫共沉淀试验 | 第44页 |
| 3.1.14 PRA预处理PRRSV后减少对宿主细胞MYH9的募集 | 第44-45页 |
| 3.1.15 PRA抑制PRRSV的内化过程 | 第45页 |
| 3.2 试验结果 | 第45-60页 |
| 3.2.1 PRA片段克隆,重组质粒构建 | 第45-46页 |
| 3.2.2 重组蛋白表达和亲和层析纯化 | 第46-47页 |
| 3.2.3 PRA蛋白活性鉴定 | 第47-48页 |
| 3.2.4 病毒阻断试验 | 第48-54页 |
| 3.2.5 病毒捕获试验 | 第54-58页 |
| 3.2.6 PRA孵育病毒后减少宿主细胞MYH9往细胞膜上运行 | 第58-59页 |
| 3.2.7 PRA预孵育PRRSV后减少病毒内化 | 第59-60页 |
| 3.3 讨论 | 第60-62页 |
| 3.4 小结 | 第62-63页 |
| 第四章 MYH9介导PRRSV进入易感细胞关键区域的鉴定 | 第63-88页 |
| 4.1 材料与方法 | 第63-69页 |
| 4.1.1 细胞系、毒株、抗体 | 第63页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第63页 |
| 4.1.3 主要仪器 | 第63页 |
| 4.1.4 稳定表达PCD163的BHK-21和HEK-293T细胞系构建与鉴定 | 第63-64页 |
| 4.1.5 PK-15~(CD163),BHK-21~(CD163)和HEK-293T~(CD163)感染PRRSV评价 | 第64页 |
| 4.1.6 特异性siRNA敲低MYH9对PRRSV影响 | 第64-65页 |
| 4.1.7 Blebbistatin阻断PRRSV感染 | 第65页 |
| 4.1.8 不同种属MYH9羧基端(PRA)对PRRSV感染的阻断作用 | 第65-66页 |
| 4.1.9 阻断PRRSV感染有效片段筛选 | 第66-67页 |
| 4.1.10 Blebbistatin与不同种属PRA蛋白细胞毒性检测 | 第67页 |
| 4.1.11 MYH9结合PRRSV最小区域确定 | 第67-68页 |
| 4.1.12 MYH9~(1676-1791)结合PRRSV验证 | 第68页 |
| 4.1.13 MYH9~(1676-1791)鼠源多抗血清制备 | 第68页 |
| 4.1.14 MYH9~(1676-1791)多抗血清阻断PRRSV感染的研究 | 第68-69页 |
| 4.2 试验结果 | 第69-86页 |
| 4.2.1 MYH9在PK-15,BHK-21和HEK-293T细胞的表达鉴定 | 第69页 |
| 4.2.2 稳定表达猪源CD163细胞系构建和鉴定 | 第69-70页 |
| 4.2.3 重组表达PCD163的细胞系感染情况 | 第70页 |
| 4.2.4 特异性siRNA敲低MYH9致使易感细胞系的PRRSV感染量下降 | 第70-72页 |
| 4.2.5 Blebbistatin处理易感细胞系导致PRRSV感染下降 | 第72-74页 |
| 4.2.6 人源和鼠源PRA基因组片段的扩增与质粒构建 | 第74页 |
| 4.2.7 不同种属PRA蛋白重组表达及纯化 | 第74-75页 |
| 4.2.8 不同种属PRA预处理PRRSVSD16导致易感细胞系的病毒感染下降 | 第75-77页 |
| 4.2.9 不同种属MYH9结合PRRSV最小区域确定 | 第77-83页 |
| 4.2.10 MYH9~(1676-1791)多克隆抗体抑制PRRSV感染 | 第83-86页 |
| 4.3 讨论 | 第86-87页 |
| 4.4 小结 | 第87-88页 |
| 第五章 Mab2-5G2竞争结合MYH9阻断PRRSV感染及其位点预测 | 第88-106页 |
| 5.1 材料与方法 | 第88-91页 |
| 5.1.1 毒株、细胞系和菌株 | 第88页 |
| 5.1.2 主要试剂 | 第88页 |
| 5.1.3 主要仪器 | 第88页 |
| 5.1.4 Mab2-5G2抗体制备和Fab序列测定 | 第88页 |
| 5.1.5 病毒阻断功能验证 | 第88-89页 |
| 5.1.6 PRA兔源多克隆抗体血清制备 | 第89页 |
| 5.1.7 病毒捕获试验 | 第89页 |
| 5.1.8 间接免疫荧光试验 | 第89页 |
| 5.1.9 PRA截短体和突变体的表达纯化 | 第89-90页 |
| 5.1.10 间接免疫酶联吸附试验 | 第90页 |
| 5.1.11 免疫印迹试验 | 第90-91页 |
| 5.1.12 细胞毒性试验 | 第91页 |
| 5.1.13 圆二色谱仪分析PRA结构 | 第91页 |
| 5.2 试验结果 | 第91-103页 |
| 5.2.1 Mab2-5G2抗体纯化及其序列确定 | 第91页 |
| 5.2.2 Mab2-5G2阻断PRRSV SD16感染PAM | 第91-94页 |
| 5.2.3 Mab2-5G2结合MYH9区域查找 | 第94-96页 |
| 5.2.4 预测Mab2-5G2Fab与PRA结合位点 | 第96-98页 |
| 5.2.5 PRA结合位点突变功能验证 | 第98-103页 |
| 5.3 讨论 | 第103-105页 |
| 5.4 小结 | 第105-106页 |
| 全文总结 | 第106-108页 |
| 本研究创新点和研究展望 | 第108-109页 |
| 创新点 | 第108页 |
| 未来研究展望 | 第108-109页 |
| 参考文献 | 第109-122页 |
| 附录 | 第122-126页 |
| 中英文对照缩略词表 | 第126-127页 |
| 致谢 | 第127-129页 |
| 作者简介 | 第129页 |
