| 摘要 | 第6-8页 |
| abstract | 第8-10页 |
| 文献综述 | 第15-32页 |
| 第一章 猪流行性腹泻病毒研究进展 | 第15-32页 |
| 1.1 PEDV流行病学 | 第15页 |
| 1.2 PEDV分类地位和生物学特征 | 第15-17页 |
| 1.3 PEDV蛋白特征 | 第17-20页 |
| 1.3.1 复制酶蛋白聚合体 | 第17-18页 |
| 1.3.2 ORF3蛋白 | 第18页 |
| 1.3.3 S蛋白 | 第18-19页 |
| 1.3.4 E蛋白 | 第19页 |
| 1.3.5 M蛋白 | 第19-20页 |
| 1.3.6 N蛋白 | 第20页 |
| 1.4 PEDV的检测 | 第20-25页 |
| 1.4.1 PEDV感染动态曲线及宿主对感染的反应 | 第21页 |
| 1.4.2 病毒的分离培养 | 第21-22页 |
| 1.4.3 PCR检测方法 | 第22页 |
| 1.4.4 环介导等温扩增技术(LAMP)检测方法 | 第22-23页 |
| 1.4.5 血清学检测方法 | 第23-25页 |
| 1.4.6 免疫胶体金层析试纸检测方法 | 第25页 |
| 1.5 PEDV的防控 | 第25-30页 |
| 1.5.1 灭活疫苗 | 第25-26页 |
| 1.5.2 弱毒疫苗 | 第26-27页 |
| 1.5.3 重组活载体疫苗 | 第27-28页 |
| 1.5.4 亚单位疫苗 | 第28页 |
| 1.5.5 核酸疫苗 | 第28-29页 |
| 1.5.6 转基因植物疫苗 | 第29页 |
| 1.5.7 感染性克隆疫苗 | 第29-30页 |
| 1.6 PEDV发病机制及受体研究 | 第30-31页 |
| 1.6.1 PEDV发病机制 | 第30页 |
| 1.6.2 PEDV受体研究 | 第30-31页 |
| 1.7 PEDV反向遗传学 | 第31-32页 |
| 试验研究 | 第32-91页 |
| 第二章 中国中部地区PEDV遗传变异分析 | 第32-42页 |
| 2.1 材料 | 第32页 |
| 2.2 方法 | 第32-35页 |
| 2.2.1 样品处理 | 第32页 |
| 2.2.2 RNA提取 | 第32-33页 |
| 2.2.3 cDNA合成 | 第33页 |
| 2.2.4 PCR检测 | 第33-34页 |
| 2.2.5 克隆测序及分析 | 第34-35页 |
| 2.3 结果 | 第35-40页 |
| 2.3.1 中国中部地区PEDV的筛查 | 第35页 |
| 2.3.2 基于S1基因的遗传变异分析 | 第35-36页 |
| 2.3.3 基于ORF3基因的遗传变异分析 | 第36-40页 |
| 2.4 讨论 | 第40-41页 |
| 2.5 小结 | 第41-42页 |
| 第三章 PEDV经典株和变异株鉴别检测方法的建立 | 第42-52页 |
| 3.1 材料 | 第42页 |
| 3.2 方法 | 第42-46页 |
| 3.2.1 引物和探针设计 | 第42-45页 |
| 3.2.2 标准品的制备 | 第45页 |
| 3.2.3 特异性分析及标准曲线的建立 | 第45-46页 |
| 3.2.4 灵敏性和可重复性试验 | 第46页 |
| 3.2.5 临床样品检测及判定 | 第46页 |
| 3.3 结果 | 第46-49页 |
| 3.3.1 双重实时荧光定量PCR方法的特异性、灵敏性和可重复性 | 第46-49页 |
| 3.3.2 临床样品检测及不同检测方法的比较 | 第49页 |
| 3.4 讨论 | 第49-51页 |
| 3.5 小结 | 第51-52页 |
| 第四章 美国俄亥俄地区PEDVS1基因N端大片段自然缺失毒株的发现 | 第52-61页 |
| 4.1 材料 | 第52-53页 |
| 4.2 方法 | 第53-55页 |
| 4.2.1 样品处理 | 第53页 |
| 4.2.2 RNA提取及cDNA合成 | 第53页 |
| 4.2.3 PCR检测 | 第53-54页 |
| 4.2.4 克隆测序 | 第54-55页 |
| 4.2.5 序列分析 | 第55页 |
| 4.2.6 PEDV的分离 | 第55页 |
| 4.3 结果 | 第55-59页 |
| 4.3.1 原美国毒株、S-INDEL毒株和S1NTD-del毒株的筛查结果 | 第55-57页 |
| 4.3.2 S1NTD-delPEDV毒株与原美国毒株的共感染 | 第57-59页 |
| 4.3.3 PEDV的分离 | 第59页 |
| 4.4 讨论 | 第59-60页 |
| 4.5 小结 | 第60-61页 |
| 第五章 PEDVS1蛋白N端区域对病毒复制的影响 | 第61-91页 |
| 5.1 材料 | 第62-63页 |
| 5.2 方法 | 第63-70页 |
| 5.2.1 鉴别检测PEDVicPC22A和icPC22A-S1Δ197双重RT-qPCR方法的建立 | 第63-65页 |
| 5.2.2 PEDV感染无菌仔猪的试验设计 | 第65页 |
| 5.2.3 PEDV特异性抗原的组织病理学检查 | 第65-68页 |
| 5.2.4 共感染猪SIC中icPC22A和icPC22A-S1Δ197的分离 | 第68-69页 |
| 5.2.5 PEDVicPC22A和icPC22A-S1Δ197在Vero和IPEC-DQ细胞中的共感染 | 第69页 |
| 5.2.6 PEDVicPC22A和icPC22A-S1Δ197在经NA处理的Vero和IPEC-DQ细胞中的感染 | 第69页 |
| 5.2.7 粘蛋白、胆汁和胆汁酸对PEDVicPC22A和icPC22A-S1Δ197在Vero和IPEC-DQ细胞中感染的影响 | 第69-70页 |
| 5.2.8 统计分析 | 第70页 |
| 5.3 结果 | 第70-88页 |
| 5.3.1 双重TaqmanRT-qPCR方法的建立 | 第70-73页 |
| 5.3.2 icPC22A和icPC22A-S1Δ197在无菌仔猪上的单独感染和共感染试验 | 第73-78页 |
| 5.3.3 共感染组猪SIC中病毒的分离培养 | 第78页 |
| 5.3.4 icPC22A和icPC22A-S1Δ197在Vero和IPEC-DQ细胞中的共感染 | 第78-81页 |
| 5.3.5 icPC22A和icPC22A-S1Δ197在NA处理的Vero和IPEC-DQ细胞中的感染 | 第81-82页 |
| 5.3.6 粘蛋白对icPC22A和icPC22A-S1Δ197在Vero和IPEC-DQ细胞中的感染 | 第82-84页 |
| 5.3.7 胆汁和胆汁酸对icPC22A和icPC22A-S1Δ197在Vero和IPEC-DQ细胞中的感染 | 第84-88页 |
| 5.4 讨论 | 第88-90页 |
| 5.5 小结 | 第90-91页 |
| 结论 | 第91-92页 |
| 本论文的创新点 | 第91-92页 |
| 参考文献 | 第92-110页 |
| 缩略词(ABBREVIATIONINDEX) | 第110-112页 |
| 致谢 | 第112-114页 |
| 作者简介 | 第114-115页 |
