| 致谢 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6页 |
| 1 绪论 | 第9-12页 |
| 2 Atsttrin改善炎症环境下MSC成骨分化能力 | 第12-22页 |
| 2.1 引言 | 第12页 |
| 2.2 实验试剂与仪器 | 第12-14页 |
| 2.2.1 材料和试剂 | 第12-13页 |
| 2.2.2 实验仪器及材料 | 第13页 |
| 2.2.3 相关试剂的配制 | 第13-14页 |
| 2.3 实验方法 | 第14-17页 |
| 2.3.1 细胞冻存 | 第14页 |
| 2.3.2 细胞复苏 | 第14页 |
| 2.3.3 BMP-2诱导的成骨分化 | 第14-15页 |
| 2.3.4 提取RNA | 第15页 |
| 2.3.5 逆转录合成cDNA | 第15页 |
| 2.3.6 实时荧光定量PCR(Real time PCR) | 第15-16页 |
| 2.3.7 碱性磷酸酶Alkaline Phosphatase(ALP)染色 | 第16页 |
| 2.3.8 ALP活性检测 | 第16-17页 |
| 2.3.9 茜素红染色 | 第17页 |
| 2.4 实验结果 | 第17-20页 |
| 2.4.1 TNF-α抑制BMP-2诱导的MSC成骨分化 | 第17-18页 |
| 2.4.2 添加Atsttrin削弱TNF-α对BMP-2诱导成骨分化的抑制作用 | 第18-20页 |
| 2.5 讨论 | 第20-22页 |
| 3 缓释Atsttrin的3D活性支架的制备及生物学检测 | 第22-32页 |
| 3.1 引言 | 第22页 |
| 3.2 实验试剂与仪器 | 第22-23页 |
| 3.2.1 材料和试剂 | 第22-23页 |
| 3.2.2 实验仪器 | 第23页 |
| 3.2.3 相关试剂配制 | 第23页 |
| 3.3 实验方法 | 第23-26页 |
| 3.3.1 缓释Atsttrin的海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架的制备 | 第23-24页 |
| 3.3.2 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架的表征 | 第24页 |
| 3.3.3 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架对Atsttrin的可控释放 | 第24-25页 |
| 3.3.4 支架的生物相容性研究 | 第25-26页 |
| 3.4 实验结果 | 第26-30页 |
| 3.4.1 气动凝胶纤维打印机配置 | 第26页 |
| 3.4.2 打印参数优化 | 第26-27页 |
| 3.4.3 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架形貌分析 | 第27-28页 |
| 3.4.4 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架对Atsttrin的可控释放 | 第28页 |
| 3.4.5 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架的细胞毒性检测 | 第28-29页 |
| 3.4.6 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架上细胞粘附观察 | 第29页 |
| 3.4.7 海藻酸钠/羟基磷灰石生物活性支架上细胞形态的观察 | 第29-30页 |
| 3.5 讨论 | 第30-32页 |
| 4 缓释Atsttrin的3D活性支架修复颅骨缺损的效应及其机制探讨 | 第32-43页 |
| 4.1 引言 | 第32页 |
| 4.2 实验试剂与仪器 | 第32-33页 |
| 4.2.1 材料和试剂 | 第32页 |
| 4.2.2 实验仪器及材料 | 第32页 |
| 4.2.3 实验动物 | 第32页 |
| 4.2.4 相关溶液的配制 | 第32-33页 |
| 4.3 实验方法 | 第33-35页 |
| 4.3.1 颅骨缺损动物模型 | 第33页 |
| 4.3.2 X光检测 | 第33页 |
| 4.3.3 组织学检测 | 第33-34页 |
| 4.3.4 免疫组化染色 | 第34-35页 |
| 4.3.5 统计学分析 | 第35页 |
| 4.4 实验结果 | 第35-41页 |
| 4.4.1 建立小鼠颅骨缺损模型 | 第35-36页 |
| 4.4.2 8周&16周颅骨缺损部位修复的X射线检测 | 第36-37页 |
| 4.4.3 8周&16周颅骨缺损部位修复的组织学染色 | 第37-39页 |
| 4.4.4 小鼠颅骨缺损手术7天后缺损部位TNF-α的免疫组化检测 | 第39-40页 |
| 4.4.5 小鼠颅骨缺损手术后16周时缺损部位Runx2的免疫组化检测 | 第40-41页 |
| 4.5 讨论 | 第41-43页 |
| 5 总结 | 第43-44页 |
| 参考文献 | 第44-49页 |
| 综述 | 第49-62页 |
| 参考文献 | 第57-62页 |
| 作者简历及在学成果 | 第62页 |
