| 摘要 | 第1-15页 |
| Abstract | 第15-18页 |
| 绪论 | 第18-31页 |
| 一 脑出血概述 | 第18-24页 |
| 二 炎症与脑出血 | 第24-31页 |
| 第一章 LPS通过诱导小胶质细胞HO-1的过表达而促进血肿扩大 | 第31-54页 |
| 第一节 前言 | 第31-34页 |
| 第二节 实验材料和方法 | 第34-42页 |
| 1 实验材料 | 第34-36页 |
| ·实验动物 | 第34页 |
| ·药品与试剂 | 第34-35页 |
| ·主要仪器 | 第35-36页 |
| 2 实验方法 | 第36-42页 |
| ·实验性大鼠脑炎症及脑出血动物模型的建立及评价 | 第36-37页 |
| ·动物分组 | 第36页 |
| ·动物模型的建立 | 第36页 |
| ·脑血肿面积的测定 | 第36-37页 |
| ·免疫组化 | 第37页 |
| ·蛋白免疫印迹 | 第37-39页 |
| ·免疫组化荧光双标记法 | 第39-40页 |
| ·Lenti-HO-1-shRNA及HO-1抑制剂的处理方法 | 第40页 |
| ·DNA微阵列技术(DNA Microarray) | 第40-41页 |
| ·统计学方法 | 第41-42页 |
| 第三节 实验结果 | 第42-49页 |
| 1 LPS诱导的炎症反应对脑出血损伤的影响 | 第42页 |
| 2 LPS对HO-1基因水平和蛋白表达的影响 | 第42-43页 |
| 3 LPS在脑出血损伤条件下对HO-1表达的影响 | 第43-44页 |
| 4 ZnPP对LPS加重的脑出血损伤的影响 | 第44-45页 |
| 5 Lenti-HO-1 shRNA对LPS加重的脑出血损伤的影响 | 第45-46页 |
| 6 免疫表达HO-1的细胞类型的共定位检测 | 第46-47页 |
| 7 对脑出血早期血肿周围小胶质细胞/巨噬细胞分布情况的检测 | 第47-49页 |
| 第四节 讨论 | 第49-53页 |
| 小结 | 第53-54页 |
| 第二章 经LPS处理的神经元或神经胶质细胞对hemin所诱导的氧化损伤的反应性研究 | 第54-84页 |
| 第一节 前言 | 第54-57页 |
| 第二节 实验材料及方法 | 第57-64页 |
| 1 实验材料 | 第57-59页 |
| ·实验动物 | 第57页 |
| ·药品与试剂 | 第57-59页 |
| ·主要仪器 | 第59页 |
| 2 实验方法 | 第59-64页 |
| ·原代大鼠皮质神经元的分离、纯化和培养 | 第59-60页 |
| ·原代大鼠混合胶质细胞的分离、纯化和培养 | 第60-61页 |
| ·原代大鼠星形胶质细胞的分离、纯化和培养 | 第61-62页 |
| ·原代大鼠小胶质细胞的分离、纯化和培养 | 第62页 |
| ·建立原代大鼠神经元和小胶质细胞的共培养的模型 | 第62-63页 |
| ·建立原代大鼠星形胶质细胞和小胶质细胞的共培养模型 | 第63页 |
| ·应用动力学乳酸脱氢酶检测法考察细胞的损伤及死亡情况 | 第63-64页 |
| ·统计学方法 | 第64页 |
| 第三节 实验结果 | 第64-78页 |
| 1 hemin诱导原代大鼠混合胶质细胞损伤模型的建立 | 第64-65页 |
| 2 LPS预处理对hemin所诱导的混合胶质细胞氧化损伤的影响 | 第65-68页 |
| 3 hemin诱导星形胶质细胞损伤模型的建立及LPS预处理的影响 | 第68-69页 |
| 4 hemin诱导小胶质细胞损伤模型的建立及LPS预处理的影响 | 第69-72页 |
| 5 hemin诱导神经元损伤模型的建立及LPS预处理的影响 | 第72-73页 |
| 6 hemin诱导星形胶质细胞和小胶质细胞共培养的损伤模型的建立及LPS预处理的影响 | 第73-76页 |
| 7 hemin诱导神经元和小胶质细胞共培养的损伤模型的建立及LPS预处理的影响 | 第76-78页 |
| 第四节 讨论 | 第78-83页 |
| 小结 | 第83-84页 |
| 第三章 LPS激活的小胶质细胞对hemin毒性的耐受性增强的机制研究 | 第84-124页 |
| 第一节 前言 | 第84-87页 |
| 第二节 实验材料及方法 | 第87-95页 |
| 1 实验材料 | 第87-89页 |
| ·实验动物 | 第87页 |
| ·主要药品与试剂 | 第87-89页 |
| ·主要仪器 | 第89页 |
| 2 实验方法 | 第89-95页 |
| ·原代大鼠小胶质细胞的分离、纯化和培养 | 第89页 |
| ·细胞损伤及死亡的检测和定量 | 第89-90页 |
| ·蛋白免疫印迹(western blot analysis) | 第90-92页 |
| ·亚硝酸盐含量的测定:Griess分析法 | 第92页 |
| ·小胶质细胞转染Lenti-HO-1-shRNA | 第92-93页 |
| ·hemin诱导脑损伤的动物模型的建立 | 第93页 |
| ·免疫组织化学 | 第93页 |
| ·免疫组化荧光双标记法 | 第93-94页 |
| ·DNA微阵列技术(DNA Microarray) | 第94页 |
| ·小胶质细胞中iNOS、HO-1、phospho-MAPKs和MAPKs蛋白表达的测定 | 第94页 |
| ·统计学方法 | 第94-95页 |
| 第三节 实验结果 | 第95-116页 |
| 1 LPS保护作用的细胞类型特异性考察及其不同处理方式对hemin毒性的影响 | 第95-96页 |
| 2 L-NIL对小胶质细胞的NO释放及LPS预处理保护作用的影响 | 第96-98页 |
| 3 DEA-NONOate对hemin所诱导的小胶质细胞氧化损伤的影响 | 第98-99页 |
| 4 LPS对星形胶质细胞及神经元的NO释放量的影响 | 第99-100页 |
| 5 LPS不同处理时间对小胶质细胞的iNOS和HO-1蛋白表达的影响 | 第100-101页 |
| 6 在脑出血环境中NO对小胶质细胞的HO-1表达的影响 | 第101-102页 |
| 7 SnPP对经LPS处理的小胶质细胞的iNOS表达和NO释放的影响 | 第102-103页 |
| 8 hemin对经LPS处理的小胶质细胞的iNOS和HO-1表达的影响 | 第103-104页 |
| 9 在小胶质细胞中SnPP对LPS的保护作用的影响 | 第104-105页 |
| 10 Lenti-HO-1 shRNA对LPS的保护作用的影响 | 第105页 |
| 11 hemin对小胶质细胞的MAPKs磷酸化的诱导作用 | 第105-107页 |
| 12 LPS及L-NIL对hemin所诱导的MAPKs磷酸化的影响 | 第107-109页 |
| 13 JNK或p38 MAPKs抑制剂对hemin所诱导的小胶质细胞损伤作用的影响 | 第109-111页 |
| 14 LPS预处理对实验大鼠脑中NOS表达水平的影响 | 第111页 |
| 15 LPS及氨基胍对hemin所诱导的实验性大鼠脑损伤的影响 | 第111-113页 |
| 16 LPS预处理对hemin所诱导的脑损伤环境中小胶质细胞脆性的影响 | 第113页 |
| 17 LPS预处理对hemin所诱导的小胶质细胞的p38 MAPK磷酸化的影响 | 第113-116页 |
| 第四节 讨论 | 第116-122页 |
| 小结 | 第122-124页 |
| 结论 | 第124-126页 |
| 参考文献 | 第126-136页 |
| 缩略语表 | 第136-138页 |
| 致谢 | 第138-139页 |
| 攻读博士学位期间发表文章 | 第139页 |
| 作者简介 | 第139-140页 |
| 附录 | 第140-169页 |
| 学位论文自愿预先检测申请表 | 第169页 |
