| 中文摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 第一章 绪论 | 第14-42页 |
| 1.1 单纯疱疹病毒1型相关背景 | 第14-23页 |
| 1.1.1 人类疱疹病毒 | 第14-15页 |
| 1.1.2 单纯疱疹病毒1型(HSV-1) | 第15-22页 |
| 1.1.3 ICP4基因背景 | 第22-23页 |
| 1.2 RNase P相关外导序列相关背景 | 第23-30页 |
| 1.2.1 核酶简介 | 第23-24页 |
| 1.2.2 RNase P的研究背景 | 第24-28页 |
| 1.2.3 基于RNase P的RNA沉默技术 | 第28-30页 |
| 1.3 手足口流行病学相关背景 | 第30-42页 |
| 1.3.1 手足口病简介 | 第30-31页 |
| 1.3.2 手足口病流行概况 | 第31-33页 |
| 1.3.3 手足口病流行特征 | 第33-34页 |
| 1.3.4 手足口病传播途径 | 第34页 |
| 1.3.5 引起手足口病的肠道病毒 | 第34-37页 |
| 1.3.6 EV71和的CA16分子流行病学 | 第37-40页 |
| 1.3.7 手足口病的病原诊断 | 第40-42页 |
| 第二章 基础实验材料和方法 | 第42-65页 |
| 2.1 实验仪器及设备 | 第42-43页 |
| 2.2 实验材料及试剂 | 第43页 |
| 2.3 基本分子克隆实验 | 第43-47页 |
| 2.3.1 聚合酶链式反应(PCR) | 第43-45页 |
| 2.3.2 限制性内切酶酶切反应 | 第45页 |
| 2.3.3 利用T4连接酶进行DNA片段连接实验 | 第45页 |
| 2.3.4 DH5α化转感受态的制备 | 第45-47页 |
| 2.3.5 质粒转化实验 | 第47页 |
| 2.3.6 菌落PCR、测序及保种 | 第47页 |
| 2.4 细胞生物学实验 | 第47-52页 |
| 2.4.1 细胞培养 | 第47-49页 |
| 2.4.2 细胞瞬时转染 | 第49-50页 |
| 2.4.3 稳转细胞系的构建 | 第50-51页 |
| 2.4.4 检测HSV-1病毒在感染HeLa细胞后特定基因mRNA上易结合区域 | 第51页 |
| 2.4.5 RNase P体外剪切底物RNA实验及底物-EGS结合实验 | 第51-52页 |
| 2.5 分子免疫实验 | 第52-60页 |
| 2.5.1 Western blot实验 | 第52-54页 |
| 2.5.2 Northern blot实验 | 第54-56页 |
| 2.5.3 RNA酶保护实验(RPA) | 第56-59页 |
| 2.5.4 人RNase P的提取及活性鉴定 | 第59-60页 |
| 2.6 病毒学实验 | 第60-63页 |
| 2.6.1 HSV-1病毒的培养及滴度测定 | 第60-61页 |
| 2.6.2 用HSV-1感染Hela细胞后mRNA、蛋自质的检测及病毒生长曲线的测定 | 第61-62页 |
| 2.6.3 HFMD临床样品的处理及保存 | 第62页 |
| 2.6.4 HFMD临床样品的核酸鉴定 | 第62页 |
| 2.6.5 肠道病毒临床毒株的分离鉴定 | 第62-63页 |
| 2.7 生物信息学分析 | 第63-65页 |
| 2.7.1 多序列比对 | 第63-64页 |
| 2.7.2 用MEGA软件构建系统进化树 | 第64-65页 |
| 第三章 RNase P相关外导序列对HSV-1基因表达及病毒复制影响的相关研究 | 第65-82页 |
| 3.1 引言 | 第65-66页 |
| 3.2 实验过程及结果 | 第66-76页 |
| 3.2.1 EGS引导RNase P对ICP4 mRNA序列进行体外剪切 | 第66-70页 |
| 3.2.2 在HeLa细胞中表达EGS | 第70-71页 |
| 3.2.3 由EGS引导的对HSV-1病毒ICP4基因表达水平的抑制作用 | 第71-72页 |
| 3.2.4 EGS介导的对HSV-1基因水平表达及病毒复制的抑制作用 | 第72-76页 |
| 3.3 讨论及分析 | 第76-82页 |
| 3.3.1 体外筛选程序是用以提高外导序列效率的有效方法 | 第76-77页 |
| 3.3.2 mRNA-EGS复合物稳定性可能是决定EGS诱导剪切靶标RNA效率的主要因素之一 | 第77页 |
| 3.3.3 EGS能够诱导剪切ICP4 mRNA可能是其抗病毒作用的主要原因 | 第77-78页 |
| 3.3.4 EGS介导的基因沉默技术与RNA干扰技术应用的差别 | 第78-79页 |
| 3.3.5 应用EGS从预防向治疗的转变 | 第79页 |
| 3.3.6 后续实验展望 | 第79-82页 |
| 第四章 2012-2015年期间沙窝手足口病流行病学调查相关研究 | 第82-107页 |
| 4.1 引言 | 第82-83页 |
| 4.2 实验方法与材料 | 第83-84页 |
| 4.2.1 临床样品及其信息采集 | 第83页 |
| 4.2.2 实地考察 | 第83页 |
| 4.2.3 临床样品病毒基因组提取及逆转录 | 第83-84页 |
| 4.2.4 普通PCR鉴定 | 第84页 |
| 4.2.5 荧光定量PCR分析 | 第84页 |
| 4.2.6 序列分析及系统进化树构建 | 第84页 |
| 4.2.7 数据分析 | 第84页 |
| 4.3 2012-2013年鄂州市沙窝手足口病调查结果 | 第84-95页 |
| 4.3.1 手足口病患者标本采集介绍 | 第84-85页 |
| 4.3.2 检测结果 | 第85-87页 |
| 4.3.3 年龄分布 | 第87-89页 |
| 4.3.4 性别分布 | 第89-91页 |
| 4.3.5 时间分布 | 第91-92页 |
| 4.3.6 地区分布 | 第92-94页 |
| 4.3.7 临床症状分析 | 第94-95页 |
| 4.4 2015年鄂州市沙窝乡手足口病调查结果 | 第95-103页 |
| 4.4.1 手足口患者标本采集介绍 | 第95页 |
| 4.4.2 检测结果 | 第95-96页 |
| 4.4.3 年龄分布 | 第96-97页 |
| 4.4.4 性别分布 | 第97-98页 |
| 4.4.5 时间分布 | 第98页 |
| 4.4.6 地区分布 | 第98-99页 |
| 4.4.7 临床症状分析 | 第99-100页 |
| 4.4.8 病毒分离 | 第100页 |
| 4.4.9 基因型分析 | 第100-102页 |
| 4.4.10 水样分析 | 第102-103页 |
| 4.5 讨论及分析 | 第103-107页 |
| 4.5.1 肠道病毒阳性患者中女童感染EV71和CA16的比例大于男童 | 第103-104页 |
| 4.5.2 EV71和CA16的交替流行 | 第104页 |
| 4.5.3 沙窝乡手足口病传播途径 | 第104-105页 |
| 4.5.4 本研究分离得到的一株B2b亚型的CA16毒株 | 第105页 |
| 4.5.5 除EV71和CA16之外的肠道病毒可能在手足口病疫情中发挥了重要作用 | 第105-106页 |
| 4.5.6 病毒分离方法的改进策略 | 第106-107页 |
| 总结 | 第107-109页 |
| 参考文献 | 第109-122页 |
| 攻博期间发表或正在撰写的与学位论文相关的科研成果 | 第122-123页 |
| 致谢 | 第123页 |
