| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 縮略词表 | 第12-15页 |
| 第一章 文献综述 | 第15-42页 |
| 1.1 低温对植物的影响 | 第15-17页 |
| 1.1.1 冷害对植物的影响 | 第15-16页 |
| 1.1.2 冻害对植物的影响 | 第16-17页 |
| 1.2 植物抵抗低温的生理基础 | 第17-19页 |
| 1.3 植物感受低温的机制 | 第19-22页 |
| 1.3.1 细胞膜流动性的改变 | 第19页 |
| 1.3.2 Ca~(2+)浓度变化及Ca~(2+)通道 | 第19-21页 |
| 1.3.3 组氨酸蛋白激酶 | 第21-22页 |
| 1.4 低温信号转导途径 | 第22-26页 |
| 1.4.1 CBFs基因概述 | 第22-23页 |
| 1.4.2 CBF信号途径中转录水平调控 | 第23-24页 |
| 1.4.3 CBF信号途径中蛋白翻译后的修饰调控 | 第24-25页 |
| 1.4.4 低温信号途径中的转录后修饰调控 | 第25-26页 |
| 1.4.5 不依赖CBF信号途径 | 第26页 |
| 1.5 脱落酸(ABA)研究进展 | 第26-40页 |
| 1.5.1 ABA的合成 | 第26-27页 |
| 1.5.2 ABA信号途径 | 第27-37页 |
| 1.5.3 ABA与低温的关系 | 第37-38页 |
| 1.5.4 其它激素与低温的关系 | 第38-40页 |
| 1.6 本研究的目的和意义 | 第40-42页 |
| 第二章 实验材料与方法 | 第42-67页 |
| 2.1 实验材料 | 第42-44页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第42页 |
| 2.1.2 主要菌株 | 第42页 |
| 2.1.3 主要载体 | 第42-43页 |
| 2.1.4 主要载体的构建方法 | 第43-44页 |
| 2.2 实验所用的各种酶和试剂 | 第44-45页 |
| 2.3 常用培养基和试剂的配制 | 第45-52页 |
| 2.3.1 常用培养基的配制 | 第45-46页 |
| 2.3.2 感受态制备时溶液配制 | 第46页 |
| 2.3.3 抗生素贮存液配制 | 第46-47页 |
| 2.3.4 拟南芥原生质体转化试剂 | 第47页 |
| 2.3.5 DNA提取及鉴定试剂 | 第47-48页 |
| 2.3.6 蛋白提取缓冲液 | 第48页 |
| 2.3.7 蛋白染色和脱色液 | 第48页 |
| 2.3.8 蛋白质免疫印迹实验相关试剂 | 第48-49页 |
| 2.3.9 原核蛋白纯化试剂 | 第49页 |
| 2.3.10 体外磷酸化缓冲液(20μL) | 第49页 |
| 2.3.11 胶内磷酸化(In-gel)缓冲液 | 第49-50页 |
| 2.3.12 农杆菌注射烟草表达蛋白缓冲液 | 第50-51页 |
| 2.3.13 ChIP实验相关试剂 | 第51-52页 |
| 2.4 主要实验仪器 | 第52-53页 |
| 2.5 实验方法 | 第53-67页 |
| 2.5.1 植物生长条件 | 第53页 |
| 2.5.2 拟南芥基因组DNA提取 | 第53-54页 |
| 2.5.3 拟南芥基因组RNA提取 | 第54页 |
| 2.5.4 拟南芥总蛋白提取 | 第54页 |
| 2.5.5 试剂盒小量提取质粒 | 第54-55页 |
| 2.5.6 试剂盒大量提取质粒 | 第55-56页 |
| 2.5.7 普通PCR扩增 | 第56页 |
| 2.5.8 高保真PCR扩增 | 第56-57页 |
| 2.5.9 反转录合成CDNA | 第57页 |
| 2.5.10 实时定量PCR(Real-time PCR) | 第57页 |
| 2.5.11 PCR产物或者酶切产物回收 | 第57-58页 |
| 2.5.12 大肠杆菌感受态细胞制备 | 第58页 |
| 2.5.13 农杆菌感受态细胞制备 | 第58页 |
| 2.5.14 DNA连接及质粒转化 | 第58-59页 |
| 2.5.15 质粒电击转化(用于农杆菌转化) | 第59页 |
| 2.5.16 酵母细胞转化 | 第59页 |
| 2.5.17 原核蛋白诱导 | 第59-60页 |
| 2.5.18 原核蛋白纯化 | 第60-61页 |
| 2.5.19 蛋白质免疫印迹(western blot) | 第61页 |
| 2.5.20 原生质体转化 | 第61-62页 |
| 2.5.21 烟草叶片表达蛋白 | 第62页 |
| 2.5.22 蛋白质免疫共沉淀 | 第62页 |
| 2.5.23 Pull-down实验 | 第62-63页 |
| 2.5.24 凝胶阻滞实验(EMSA) | 第63页 |
| 2.5.25 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第63-64页 |
| 2.5.26 体外磷酸化 | 第64-65页 |
| 2.5.27 胶内磷酸化(In-gel)实验 | 第65页 |
| 2.5.28 拟南芥冻处理实验 | 第65页 |
| 2.5.29 离子渗漏率测定 | 第65页 |
| 2.5.30 GUS活性测定 | 第65-66页 |
| 2.5.31 转基因株系的获得方法 | 第66页 |
| 2.5.32 DNA的定点突变 | 第66页 |
| 2.5.33 碱性磷酸酶(CIAP)处理实验 | 第66-67页 |
| 第三章 实验结果与分析 | 第67-101页 |
| 3.1 OST1基因缺失导致植物抗冻能力降低 | 第67-69页 |
| 3.2 OST1基因回复ost1-3突变体冻敏感表型 | 第69-70页 |
| 3.3 OST1过表达植株表现抗冻表型 | 第70-71页 |
| 3.4 OST1调节CBFs及其下游COR基因的表达 | 第71-73页 |
| 3.5 OST1蛋白激酶活性受低温诱导激活 | 第73-80页 |
| 3.5.1 低温不改变OST1蛋白的含量和定位 | 第73-74页 |
| 3.5.2 低温激活OST1蛋白的激酶活性 | 第74-75页 |
| 3.5.3 低温激活OST1蛋白的激酶不依赖ABA含量 | 第75-76页 |
| 3.5.4 蛋白磷酸酶ABI1抑制OST1的低温激活 | 第76-77页 |
| 3.5.5 ABI1负调控植物的低温响应 | 第77-80页 |
| 3.6 OST1蛋白与ICE1蛋白发生相互作用 | 第80-84页 |
| 3.6.1 OST1与ICE1在体外直接发生相互作用 | 第80-82页 |
| 3.6.2 ICE1与SnRK2.3互作,与SnRK2.4没有相互作用 | 第82页 |
| 3.6.3 OST1与ICE1在植物体内存在于同一个蛋白复合体上 | 第82-84页 |
| 3.7 OST1磷酸化ICE1蛋白 | 第84-85页 |
| 3.7.1 OST1体外直接磷酸化ICE1 | 第84页 |
| 3.7.2 低温增强ICE1蛋白的体内磷酸化程度并且依赖于OST1蛋白 | 第84-85页 |
| 3.8 ICE1蛋白Ser278的磷酸化是其发挥功能必需的 | 第85-89页 |
| 3.8.1 ICE1蛋白Ser278是OST1磷酸化ICE1的直接靶位点 | 第85-86页 |
| 3.8.2 ICE1蛋白Ser278的磷酸化是其发挥功能必需的 | 第86-89页 |
| 3.9 OST1增强ICE1蛋白的稳定性 | 第89-92页 |
| 3.9.1 低温处理早期时的ICE1蛋白相对稳定 | 第89页 |
| 3.9.2 OST1增强ICE1蛋白的稳定性 | 第89-91页 |
| 3.9.3 ICE1蛋白的磷酸化是其蛋白稳定必须的 | 第91-92页 |
| 3.10 OST1增强ICE1蛋白的转录活性 | 第92-94页 |
| 3.11 OST1与HOS1存在相互作用 | 第94-95页 |
| 3.12 OST1干扰HOS1与ICE1的相互作用 | 第95-98页 |
| 3.12.1 OST1干扰HOS1与ICE1的相互作用 | 第95-97页 |
| 3.12.2 磷酸化形式的ICE1与HOS1的互作强度减弱 | 第97-98页 |
| 3.13 OST1与ICE1的遗传关系分析 | 第98-101页 |
| 3.13.1 ost1与ice1的双突变体表现冻敏感表型 | 第98页 |
| 3.13.2 过表达ICE1回复ost1冻敏感表型 | 第98-101页 |
| 第四章 讨论与展望 | 第101-106页 |
| 4.1 低温条件下OST1蛋白激酶活性的调控 | 第101-103页 |
| 4.2 低温增强OST1介导的ICE1的磷酸化 | 第103-104页 |
| 4.3 气孔与植物响应低温的关系 | 第104-106页 |
| 第五章 结论 | 第106-107页 |
| 参考文献 | 第107-127页 |
| 附录 | 第127-129页 |
| 致谢 | 第129-131页 |
| 个人简介 | 第131页 |
