| 致谢 | 第6-7页 |
| 前言 | 第7-14页 |
| 参考文献 | 第10-14页 |
| 中文摘要 | 第14-17页 |
| Abstract | 第17-19页 |
| 第一章 内质网应激促进了全反式视黄醛诱导的视网膜色素上皮细胞的凋亡 | 第24-54页 |
| 1.1 引言 | 第24-26页 |
| 1.2 实验仪器和材料 | 第26-28页 |
| 1.2.1 实验仪器和耗材 | 第26页 |
| 1.2.2 药物 | 第26页 |
| 1.2.3 细胞株 | 第26页 |
| 1.2.4 主要试剂 | 第26-27页 |
| 主要溶液配制 | 第27-28页 |
| 1.3 实验方法 | 第28-34页 |
| 1.3.1 细胞培养 | 第28页 |
| 1.3.2 MTT法测定细胞活力 | 第28-29页 |
| 1.3.3 流式细胞术检测细胞凋亡 | 第29页 |
| 1.3.4 JC-1染色法检测细胞线粒体膜电位变化 | 第29-30页 |
| 1.3.5 RPE细胞内活性氧簇(reactive oxygen species,ROS)检测 | 第30页 |
| 1.3.6 ROS在RPE细胞中的亚细胞定位 | 第30-31页 |
| 1.3.7 实时荧光定量PCR检测细胞相关基因的表达变化 | 第31-32页 |
| 1.3.7.1 Trizol一步法提取细胞总RNA | 第31页 |
| 1.3.7.2 RNA逆转录为cDNA | 第31页 |
| 1.3.7.3 荧光定量PCR | 第31-32页 |
| 1.3.8 Western blotting检测相关蛋白的表达变化 | 第32-34页 |
| 1.4 数据分析 | 第34-35页 |
| 1.5 实验结果 | 第35-49页 |
| 1.5.1 atRAL能诱导RPE细胞凋亡 | 第35-38页 |
| 1.5.2 atRAL使得RPE细胞内生成大量的ROS,激活细胞的氧化应激反应 | 第38-41页 |
| 1.5.3 atRAL处理RPE细胞内生成ROS的亚细胞定位 | 第41-42页 |
| 1.5.4 atRAL处理RPE细胞诱导其内质网应激反应 | 第42-44页 |
| 1.5.5 atRAL处理RPE细胞激活了PERK-eIF2α-ATF4通路 | 第44-46页 |
| 1.5.6 减少细胞内ROS生成可减轻细胞的内质网应激；抑制细胞的内质网应激可以缓解atRAL的细胞毒性作用 | 第46-47页 |
| 1.5.7 过量累积的atRAL造成RPE细胞线粒体功能障碍,最终激活caspase依赖的凋亡通路 | 第47-49页 |
| 1.6 讨论 | 第49-54页 |
| 第二章 视网膜色素上皮细胞对全反式视黄醛的代谢及全反式视黄醛二聚体形成意义的探索 | 第54-71页 |
| 2.1 引言 | 第54-56页 |
| 2.2 实验仪器和材料 | 第56-57页 |
| 2.2.1 实验仪器和耗材 | 第56页 |
| 2.2.2 药物 | 第56页 |
| 2.2.3 细胞株 | 第56页 |
| 2.2.4 动物实验 | 第56-57页 |
| 2.2.5 试剂 | 第57页 |
| 2.3 实验方法 | 第57-61页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第57页 |
| 2.3.2 MTT法测定细胞活力 | 第57-58页 |
| 2.3.3 JC-1染色法检测细胞线粒体膜电位变化 | 第58页 |
| 2.3.4 RPE细胞内活性氧簇(reactive oxygen species,ROS)检测 | 第58页 |
| 2.3.5 实时荧光定量PCR检测细胞相关基因的表达变化 | 第58-60页 |
| 2.3.6 组织或细胞中色素成分分离提取和HPLC分析 | 第60页 |
| 2.3.7 A2E和atRAL-dimer标准曲线制作及样品中A2E和atRAL-dimer的定量 | 第60-61页 |
| 2.4 数据分析 | 第61页 |
| 2.5 实验结果 | 第61-67页 |
| 2.5.1 RPE细胞对atRAL的代谢处理 | 第61-62页 |
| 2.5.2 RDH8~(-/-)ABCA4~(-/-)小鼠视网膜中atRAL-dimer的含量变化 | 第62-64页 |
| 2.5.3 atRAL-dimer对RPE细胞毒性小于atRAL | 第64-65页 |
| 2.5.4 atRAL-dimer刺激RPE细胞氧化应激的能力显著弱于atRAL | 第65-67页 |
| 2.6 讨论 | 第67-71页 |
| 第三章 视网膜新颖脂褐质色素(iisoA2E)的发现及其对视网膜色素上皮细胞的影响 | 第71-106页 |
| 3.1 前言 | 第71-73页 |
| 3.2 实验仪器和材料 | 第73-74页 |
| 3.2.1 实验仪器和耗材 | 第73页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第73页 |
| 3.2.3 动物实验 | 第73-74页 |
| 3.2.4 人体组织和细胞系 | 第74页 |
| 3.3 实验方法 | 第74-79页 |
| 3.3.1 组织和细胞色素成分分离和HPLC分析 | 第74-75页 |
| 3.3.2 A2E合成体系及其HPLC分析 | 第75页 |
| 3.3.3 A2E和A2PE等系列产物的制备和分离纯化 | 第75-76页 |
| 3.3.4 仿生光异构 | 第76页 |
| 3.3.5 仿生光氧化 | 第76页 |
| 3.3.6 核磁共振波谱(NMR) | 第76-77页 |
| 3.3.7 PLD对A2PE系列产物的水解后产物分析 | 第77-78页 |
| 3.3.8 细胞培养 | 第78页 |
| 3.3.9 RPE细胞对iisoA2E的摄取 | 第78页 |
| 3.3.10 iisoA2E的细胞毒性 | 第78-79页 |
| 3.4 数据分析 | 第79-80页 |
| 3.5 实验结果 | 第80-101页 |
| 3.5.1 一个新颖的视网膜脂褐质色素的发现及其体外合成 | 第80-86页 |
| 3.5.2 pigment a为isoA2E的异构体 | 第86-90页 |
| 3.5.3 iisoA2E结构确定 | 第90-93页 |
| 3.5.3.1 iisoA2E的分离和纯化 | 第90-91页 |
| 3.5.3.2 iisoA2E的结构解析 | 第91-93页 |
| 3.5.4 iisoA2E的光敏性弱于A2E和isoA2E | 第93-95页 |
| 3.5.5 iisoA2E对RPE细胞的影响 | 第95-98页 |
| 3.5.6 iisoA2E在体内的合成 | 第98-101页 |
| 3.6 讨论 | 第101-106页 |
| 全文总结 | 第106-107页 |
| 参考文献 | 第107-114页 |
| 综述：视网膜中全反式视黄醛的清除代谢及相关视网膜病变治疗药物的研究进展 | 第114-133页 |
| 1. 视网膜中视黄醛代谢相关细胞 | 第114-115页 |
| 1.1 感光细胞(photoreceptor cells) | 第114-115页 |
| 1.2 视网膜色素上皮(RPE) | 第115页 |
| 2. 视网膜中全反式视黄醛的清除代谢 | 第115-120页 |
| 2.1 视网膜中类视色素二聚体的形成 | 第116-117页 |
| 2.2 视循环中全反式视黄醛的清除 | 第117-120页 |
| 3 全反式视黄醛累积性视网膜变性药物治疗策略 | 第120-125页 |
| 3.1 抗氧化剂 | 第120-121页 |
| 3.2 降低游离全反式视黄醛及脂褐质色素的策略 | 第121-124页 |
| 3.2.1 含伯胺官能团药物的用于清除全反式视黄醛 | 第121-122页 |
| 3.2.2 视循环抑制剂 | 第122-124页 |
| 3.2.2.1 11-顺式视黄醇脱氢酶抑制剂 | 第122页 |
| 3.2.2.2 RPE65抑制剂 | 第122-123页 |
| 3.2.2.3 RBP4拮抗剂 | 第123-124页 |
| 3.3 视网膜脂褐质色素清除剂 | 第124-125页 |
| 4. 问题与展望 | 第125页 |
| 参考文献 | 第125-133页 |
| 附件 | 第133-139页 |
| 作者简历和在学期间所取得的科研成果 | 第139页 |
