| 摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-12页 |
| 前言 | 第13-19页 |
| 参考文献 | 第16-19页 |
| 第一部分 DC-TEX活化肿瘤特异性T细胞的同时PD-1的表达变化 | 第19-37页 |
| 引言 | 第19页 |
| 1.材料与仪器 | 第19-21页 |
| 1.1 材料 | 第19-20页 |
| 1.2 实验试剂及耗材 | 第20-21页 |
| 1.3 细胞及实验动物 | 第21页 |
| 2.方法 | 第21-26页 |
| 2.1 Hepal-6细胞来源的Exosomes提取 | 第22页 |
| 2.2 BCA法测定Exosomes的浓度 | 第22页 |
| 2.3 透射电镜证实Exosomes形态 | 第22页 |
| 2.4 Western blot证实表面蛋白的存在 | 第22-24页 |
| 2.5 C57小鼠原位肝癌模型的构建 | 第24页 |
| 2.6 肿瘤组织中淋巴细胞的分离及流式抗体的标记 | 第24-25页 |
| 2.7 ELISA检测血清及细胞培养上清中细胞因子变化 | 第25-26页 |
| 3.统计分析 | 第26页 |
| 4.结果 | 第26-30页 |
| 4.1 Hepal-6细胞来源的Exosomes的表征 | 第26页 |
| 4.2 负载Exosomes的DC激活肿瘤特异性的CD8+T细胞 | 第26-28页 |
| 4.3 应用DC-TEX后不同时间点的PD-1+CD8+T细胞的数量变化 | 第28-30页 |
| 5.讨论 | 第30-32页 |
| 小结 | 第32-33页 |
| 参考文献 | 第33-37页 |
| 第二部分 DC-TEX与PD-1抗体联合应用及其最佳时间的优化 | 第37-56页 |
| 引言 | 第37-38页 |
| 1.材料与仪器 | 第38-39页 |
| 1.1 材料 | 第38页 |
| 1.2 实验试剂及耗材 | 第38-39页 |
| 1.3 细胞及实验动物 | 第39页 |
| 2.方法 | 第39-42页 |
| 2.1 Hepal-6细胞来源的Exosomes提取 | 第39页 |
| 2.2 C57小鼠原位肝癌模型的构建 | 第39页 |
| 2.3 肿瘤组织中淋巴细胞的分离 | 第39-40页 |
| 2.4 ELISA检测血清及细胞培养上清中细胞因子变化 | 第40页 |
| 2.5 肿瘤组织中PDL-1的免疫组织化学染色 | 第40-42页 |
| 2.6 化学诱发模型 | 第42页 |
| 2.7 DC-TEX及PD-1抗体在小鼠肝癌模型中的治疗 | 第42页 |
| 2.8 抗体清除 | 第42页 |
| 3.统计学分析 | 第42页 |
| 4.结果 | 第42-50页 |
| 4.1 肝癌组织中PDL-1的表达 | 第42-43页 |
| 4.2 在应用DC-TEX后不同的时间点应用PD-1抗体产生不同的抗肿瘤作用 | 第43-47页 |
| 4.3 DC-TEX和PD-1抗体的抗肿瘤机制依赖于CD8+T细胞 | 第47-48页 |
| 4.4 DC-TEX与PD-1抗体联合在化学诱发模型中的疗效 | 第48-50页 |
| 5.讨论 | 第50-52页 |
| 小结 | 第52页 |
| 参考文献 | 第52-56页 |
| 第三部分 DC-TEX联合PD-1抗体逆转索拉非尼耐药 | 第56-76页 |
| 引言 | 第56-57页 |
| 1.材料与仪器 | 第57-58页 |
| 1.1 材料 | 第57页 |
| 1.2 实验试剂及耗材 | 第57-58页 |
| 1.3 细胞及实验动物 | 第58页 |
| 2.方法 | 第58-63页 |
| 2.1 Hepal-6细胞来源的Exosomes提取 | 第58页 |
| 2.2 CFSE标记T细胞增殖试验 | 第58-59页 |
| 2.3 C57小鼠原位肝癌模型的构建 | 第59页 |
| 2.4 肿瘤组织中淋巴细胞的分离及FOXP3的流式抗体标记 | 第59页 |
| 2.5 ELISA检测血清及细胞培养上清中细胞因子变化 | 第59-60页 |
| 2.6 肿瘤组织中PDL-1及Foxp3的免疫组织化学染色 | 第60-61页 |
| 2.7 Real time PCR检测PD-L1mRNA的表达变化 | 第61-63页 |
| 2.8 DC-TEX、PD-1抗体和索拉非尼在小鼠肝癌模型的治疗 | 第63页 |
| 3.统计分析 | 第63页 |
| 4.结果 | 第63-71页 |
| 4.1 索拉非尼治疗后肝肿瘤组织CD4+CD25FoxP3+Tregs升高 | 第63-65页 |
| 4.2 Hepal-6细胞来源的Exosomes可作为肿瘤抗原能够活化初始T细胞 | 第65页 |
| 4.3 DC-TEX能够改善肿瘤免疫抑制微环境,但未增加疗效 | 第65-67页 |
| 4.4 索拉非尼治疗后肿瘤组织中PD-L1的表达增加 | 第67-68页 |
| 4.5 DC-TEX治疗后小鼠肝癌组织中PD-1+CD8+T细胞表达增加 | 第68-70页 |
| 4.6 PD-1抗体联合DC-TEX增强索拉非尼的抗肿瘤作用 | 第70-71页 |
| 5.讨论 | 第71-72页 |
| 小结 | 第72页 |
| 参考文献 | 第72-76页 |
| 第四部分 晚期肝癌患者血清Exosomes水平 | 第76-87页 |
| 引言 | 第76页 |
| 1.材料与仪器 | 第76-78页 |
| 1.1 材料 | 第76-77页 |
| 1.2 实验试剂及耗材 | 第77-78页 |
| 2.方法 | 第78页 |
| 2.1 血清Exosomes的提取 | 第78页 |
| 2.2 BCA法测定Exosomes的浓度 | 第78页 |
| 2.3 Western blot | 第78页 |
| 3.统计分析 | 第78-79页 |
| 4.结果 | 第79-83页 |
| 4.1 晚期肝癌患者血清Exosomes水平较正常人升高 | 第79-81页 |
| 4.2 肝癌患者血清来源的Exosomes含有一些表面标记物 | 第81-82页 |
| 4.3 肝癌患者血清来源的Exosomes水平与索拉非尼疗效的相关性 | 第82-83页 |
| 5.讨论 | 第83页 |
| 小结 | 第83-84页 |
| 参考文献 | 第84-87页 |
| 第五部分 腹水细胞来源Exosomes的抗肿瘤作用 | 第87-99页 |
| 引言 | 第87页 |
| 1.材料与仪器 | 第87-89页 |
| 1.1 材料 | 第87-88页 |
| 1.2 实验试剂及耗材 | 第88页 |
| 1.3 细胞及实验动物 | 第88-89页 |
| 2.方法 | 第89-90页 |
| 2.1 构建腹水瘤模型 | 第89页 |
| 2.2 MRI证实肿瘤的生长及腹水的形成情况 | 第89页 |
| 2.3 超速离心法提取腹水来源的Exosomes | 第89-90页 |
| 2.4 Western证实腹水来源Exosomes的表面蛋白的存在 | 第90页 |
| 2.5 Exosomes的粒径测定 | 第90页 |
| 2.6 不同来源的Exosomes对DC的促成熟作用 | 第90页 |
| 2.7 DC对Exosomes的体外摄取 | 第90页 |
| 3.统计分析 | 第90页 |
| 4.结果 | 第90-96页 |
| 4.1 腹水瘤模型的形成 | 第90-91页 |
| 4.2 腹水来源的Exosomes的表面蛋白 | 第91-92页 |
| 4.3 不同来源Exosomes的粒径 | 第92页 |
| 4.4 DC对Exosomes的摄取 | 第92-93页 |
| 4.5 作为肿瘤抗原能够活化DC | 第93-94页 |
| 4.6 抗肿瘤作用 | 第94-96页 |
| 5.讨论 | 第96页 |
| 小结 | 第96-97页 |
| 参考文献 | 第97-99页 |
| 全文总结及创新点 | 第99-100页 |
| 发表论文和参加科研情况 | 第100-102页 |
| 综述 纳米材料在肿瘤治疗中的应用进展 | 第102-114页 |
| 参考文献 | 第108-114页 |
| 致谢 | 第114-115页 |
| 个人简介 | 第115页 |
