| 缩略语表 | 第6-8页 |
| 中文摘要 | 第8-11页 |
| 英文摘要 | 第11-14页 |
| 前言 | 第15-17页 |
| 文献回顾 | 第17-23页 |
| 1 缺血性脑白质损伤现状 | 第17页 |
| 2 脑白质损坏的病理机制 | 第17-19页 |
| 3 ASICs和ASIC1a | 第19-20页 |
| 4 细胞外酸性pH值能够抑制少突胶质前体细胞生存、迁移和分化 | 第20-21页 |
| 5 ASIC1a与髓鞘保护作用 | 第21-23页 |
| 第一部分 ASIC1a在脑白质中的时空表达的研究 | 第23-40页 |
| 1 材料 | 第23-28页 |
| 1.1 主要试剂 | 第23-24页 |
| 1.2 仪器 | 第24-25页 |
| 1.3 实验动物 | 第25页 |
| 1.4 试剂配制方法 | 第25-28页 |
| 2 方法 | 第28-34页 |
| 2.1 B-104细胞的培养方法 | 第28-29页 |
| 2.2 OPC的原代培养方法 | 第29-31页 |
| 2.3 星形胶质细胞培养 | 第31页 |
| 2.4 神经元原代培养 | 第31-32页 |
| 2.5 脑组织灌注和切片 | 第32-33页 |
| 2.6 细胞免疫组化 | 第33-34页 |
| 2.7 结果统计 | 第34页 |
| 3 结果 | 第34-38页 |
| 3.1 ASIC1a在神经元、星形胶质细胞表达 | 第34-36页 |
| 3.2 ASIC1a在少突胶质细胞谱系表达 | 第36-38页 |
| 4 讨论 | 第38-40页 |
| 第二部分 ASIC1a在缺血性脑白质损伤中作用的研究 | 第40-55页 |
| 1 材料 | 第40-43页 |
| 1.1 主要试剂 | 第40-41页 |
| 1.2 试剂配方 | 第41-43页 |
| 1.3 仪器 | 第43页 |
| 1.4 实验动物 | 第43页 |
| 2 方法 | 第43-48页 |
| 2.1 分组与给药 | 第43-44页 |
| 2.2 缺血性脑白质损伤模型（CCAO）的建立 | 第44页 |
| 2.3 脑组织切片的制备 | 第44页 |
| 2.4 Luxol Fast Blue染色 | 第44页 |
| 2.5 超微结构电镜标本取材 | 第44-45页 |
| 2.6 脑组织蛋白样品的制备 | 第45页 |
| 2.7 蛋白浓度测定 | 第45-46页 |
| 2.8 Western Blot | 第46-47页 |
| 2.9 体外培养原代少突胶质前体细胞酸中毒诱导细胞损伤测定 | 第47-48页 |
| 2.10 结果统计 | 第48页 |
| 3 结果 | 第48-52页 |
| 3.1 Luxol Fast Blue髓鞘染色 | 第48-49页 |
| 3.2 胼胝体部髓鞘电镜下超微结构 | 第49-50页 |
| 3.3 免疫组织化学 | 第50页 |
| 3.4 Western Blot | 第50-51页 |
| 3.5 体外酸环境对OPC分化的影响 | 第51-52页 |
| 4 讨论 | 第52-55页 |
| 第三部分 ASIC1a对缺血性脑白质损伤中大鼠认知功能的作用 | 第55-59页 |
| 1 材料 | 第55页 |
| 1.1 试剂 | 第55页 |
| 1.2 主要仪器 | 第55页 |
| 1.3 实验动物 | 第55页 |
| 1.4 试剂配制方法 | 第55页 |
| 2 方法 | 第55-56页 |
| 2.1 实验分组 | 第55页 |
| 2.2 WML模型构建 | 第55页 |
| 2.3 WML模型大鼠的药物处理 | 第55页 |
| 2.4 Morris水迷宫试验 | 第55-56页 |
| 2.5 结果统计 | 第56页 |
| 3 结果 | 第56-57页 |
| 4 讨论 | 第57-59页 |
| 小结 | 第59-60页 |
| 参考文献 | 第60-69页 |
| 个人简历和研究成果 | 第69-71页 |
| 致谢 | 第71页 |
