| 摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-10页 |
| 缩略词表 | 第11-16页 |
| 第一章 前言 | 第16-48页 |
| 1.1 斑马鱼肝脏概述 | 第17-23页 |
| 1.1.1 肝脏功能和结构 | 第17-18页 |
| 1.1.2 斑马鱼肝脏发育调控 | 第18-23页 |
| 1.2 核仁的相关研究 | 第23-32页 |
| 1.2.1 核仁的结构 | 第23-25页 |
| 1.2.2 核仁组织中心 | 第25-26页 |
| 1.2.3 核仁的动态调节 | 第26-27页 |
| 1.2.4 核仁的功能及压力感受 | 第27-29页 |
| 1.2.5 核仁与疾病 | 第29-32页 |
| 1.3 核糖体小亚基(SSU)复合物及Bms1/Rcl1相关研究 | 第32-38页 |
| 1.3.1 核糖体小亚基加工体 | 第32-35页 |
| 1.3.2 Bms1/Rcl1复合物 | 第35-38页 |
| 1.4 DNA复制相关研究 | 第38-48页 |
| 1.4.1 DNA复制起始、进程和终止 | 第38-41页 |
| 1.4.2 内源性复制压力 | 第41-43页 |
| 1.4.3 外源性复制压力 | 第43-44页 |
| 1.4.4 细胞对复制压力的应答 | 第44-46页 |
| 1.4.5 复制叉阻抑点(RFB) | 第46-48页 |
| 第二章 材料与方法 | 第48-67页 |
| 2.1 斑马鱼品系及饲养 | 第48页 |
| 2.2 细胞系培养 | 第48页 |
| 2.3 常规生化试剂及配方 | 第48-50页 |
| 2.4 DNA相关实验方法 | 第50-52页 |
| 2.4.1 斑马鱼基因组DNA提取 | 第50页 |
| 2.4.2 基因克隆 | 第50-52页 |
| 2.5 RNA相关实验方法 | 第52-57页 |
| 2.5.1 总RNA提取 | 第52-53页 |
| 2.5.2 总RNA中基因组DNA消化及纯化 | 第53页 |
| 2.5.3 RNA逆转录 | 第53-54页 |
| 2.5.4 实时荧光定量PCR(RT-PCR) | 第54页 |
| 2.5.5 整胚原位杂交 | 第54-55页 |
| 2.5.6 Northern杂交 | 第55-57页 |
| 2.5.7 28S/18S rRNA比例检测 | 第57页 |
| 2.6 蛋白质相关实验方法 | 第57-60页 |
| 2.6.1 蛋白提取 | 第57-58页 |
| 2.6.2 蛋白质免疫印迹杂交(Western blot) | 第58-60页 |
| 2.6.3 蛋白免疫荧光染色 | 第60页 |
| 2.7 Edu/Brdu掺入实验 | 第60-61页 |
| 2.8 流式细胞术检测细胞周期 | 第61-62页 |
| 2.8.1 单细胞悬液制作 | 第61页 |
| 2.8.2 细胞固定和渗透 | 第61页 |
| 2.8.3 Fabp10a免疫荧光标记肝脏细胞 | 第61-62页 |
| 2.8.4 核酸染色 | 第62页 |
| 2.9 细胞凋亡检测 | 第62页 |
| 2.10 显微注射 | 第62-63页 |
| 2.10.1 针头准备 | 第62-63页 |
| 2.10.2 液体注射 | 第63页 |
| 2.11 本课题所用的抗体列表 | 第63-64页 |
| 2.12 本课题所用的引物列表 | 第64-67页 |
| 2.12.1 不同品系斑马鱼鉴定引物列表 | 第64页 |
| 2.12.2 用于克隆的的引物列表 | 第64-65页 |
| 2.12.3 用于qRT-PCR的引物列表 | 第65-67页 |
| 第三章 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体的获得和发育生物学描述 | 第67-76页 |
| 3.1 bms1l~(sq163)突变体概况 | 第67-72页 |
| 3.1.1 bms1l~(sq163)突变体的获得 | 第67-68页 |
| 3.1.2 bms1l~(sq163)突变体消化器官生长发育特异性受到阻滞 | 第68-70页 |
| 3.1.3 bms1l~(sq163)突变体肝脏起始和分化并没有受到影响 | 第70-72页 |
| 3.2 bms1l~(zjul)突变体概况 | 第72-74页 |
| 3.2.1 bms1l~(zjul)突变体的获得 | 第72-73页 |
| 3.2.2 bms1l~(zjul)突变体消化器官生长发育受到阻滞 | 第73-74页 |
| 3.3 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)双杂合突变体肝脏生长发育受到阻滞 | 第74-76页 |
| 第四章 Bms1和Rcl1蛋白的互作 | 第76-83页 |
| 4.1 Bms1和Rcl1是核仁蛋白 | 第76-78页 |
| 4.1.1 斑马鱼肠道和肝脏细胞中的Bms1和Rcl1共定位于核仁中 | 第76-77页 |
| 4.1.2 人源HepG2细胞中的Bms1和Rcl1定位于核仁中 | 第77-78页 |
| 4.2 Bms1和Rcl1能相互结合 | 第78-80页 |
| 4.2.1 体外过表达人的Bms1和Rcl1能相互结合 | 第78-79页 |
| 4.2.2 斑马鱼Bms1l和Rcl1能相互结合 | 第79-80页 |
| 4.3 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体中存在着异常的Bms1l表达水平 | 第80-83页 |
| 第五章 Bms1l在核糖体前体RNA转录和加工过程的功能研究 | 第83-87页 |
| 5.1 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体中18S核糖体RNA生成量减少 | 第83-84页 |
| 5.2 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体中pre-rRNA的加工异常 | 第84-85页 |
| 5.3 bms1l~(sq163)突变体中pre-rRNA的转录增加 | 第85-87页 |
| 第六章 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体中核仁形态研究 | 第87-91页 |
| 6.1 bms1l~(sq163)突变体中核仁数目增加 | 第87-89页 |
| 6.2 bms1l~(zjul)突变体中核仁体积增加 | 第89-91页 |
| 第七章 rDNA复制叉和P53信号通路 | 第91-101页 |
| 7.1 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体核仁中的rDNA复制叉被阻滞 | 第91-92页 |
| 7.2 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体中存在DNA损伤反应 | 第92-93页 |
| 7.3 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体中P53信号通路被激活 | 第93-95页 |
| 7.4 bms1l~(sq163)/p53~(M214K)双突变体能部分拯救小肝脏和小胰腺的表型 | 第95-98页 |
| 7.5 在肝脏特异性过表达Def不能拯救bms1l~(sq163)突变体小肝脏表型 | 第98-99页 |
| 7.6 bms1l~(sq163)突变体肝脏细胞不存在凋亡现象 | 第99-101页 |
| 第八章 bms1l~(sq163)突变体的肝脏细胞周期异常 | 第101-107页 |
| 8.1 bms1l~(sq163)突变体中处于S期的肝脏细胞比例上升 | 第101-105页 |
| 8.2 bms1l~(sq163)突变体中G2至M期的肝脏细胞比例下降 | 第105-107页 |
| 第九章 bms1l突变体的肝脏细胞DNA复制异常 | 第107-112页 |
| 9.1 bms1l~(sq163)和bms1l~(zjul)突变体肝脏细胞在进行持续的DNA复制 | 第107-108页 |
| 9.2 bms1l~(sq163)突变体肝脏中非整倍体和多倍体细胞比例上升 | 第108-110页 |
| 9.3 bms1l突变体中cyclinE1的转录水平上升 | 第110-112页 |
| 第十章 结论和讨论 | 第112-118页 |
| 10.1 结论 | 第112-113页 |
| 10.2 讨论 | 第113-118页 |
| 参考文献 | 第118-134页 |
| 作者简介 | 第134-135页 |
| 致谢 | 第135-137页 |
