| 致谢 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-6页 |
| ABSTRACT | 第6-7页 |
| 第1章 引言 | 第13-21页 |
| 1.1 研究背景 | 第13-18页 |
| 1.1.1 胆汁酸的平衡 | 第13-15页 |
| 1.1.2 胆汁淤积的形成 | 第15页 |
| 1.1.3 胆汁淤积的现有研究模型 | 第15-17页 |
| 1.1.4 胆汁淤积的新型潜在研究模型 | 第17-18页 |
| 1.2 研究思路 | 第18-19页 |
| 1.3 目的和意义 | 第19-21页 |
| 第2章 人源诱导型肝样细胞（hiHep）的获得及优化 | 第21-55页 |
| 2.1 实验材料 | 第21-23页 |
| 2.1.1 药物和试剂 | 第21-22页 |
| 2.1.2 使用仪器 | 第22页 |
| 2.1.3 细胞系 | 第22-23页 |
| 2.2 实验方法 | 第23-35页 |
| 2.2.1 质粒的扩增 | 第23-24页 |
| 2.2.2 慢病毒包装 | 第24-25页 |
| 2.2.3 病毒滴度测定 | 第25页 |
| 2.2.4 直接转分化 | 第25-26页 |
| 2.2.5 总RNA抽提和Real-Time PCR检测 | 第26-27页 |
| 2.2.6 糖原PAS染色 | 第27-28页 |
| 2.2.7 新鲜分离大鼠原代肝细胞（Rat primary hepatocytes, RPH）及培养 | 第28-29页 |
| 2.2.8 代谢酶CYP3A4活性测定 | 第29页 |
| 2.2.9 液相色谱质谱/质谱联用（LC-MS/MS）检测睾酮的含量 | 第29-30页 |
| 2.2.10 摄取实验 | 第30-31页 |
| 2.2.11 LC-MS/MS检测d8-TCA的含量 | 第31-32页 |
| 2.2.12 LC-MS/MS检测瑞舒伐他汀的含量 | 第32-33页 |
| 2.2.13 胆汁分泌指数（BEI）实验 | 第33页 |
| 2.2.14 CDF/CLF样本处理 | 第33-34页 |
| 2.2.15 转运体极化表达 | 第34页 |
| 2.2.16 毒性检测方法 | 第34-35页 |
| 2.2.16.1 细胞活性MTT实验 | 第34页 |
| 2.2.16.2 线粒体膜电位（MMP）实验 | 第34页 |
| 2.2.16.3 ATP实验 | 第34-35页 |
| 2.2.16.4 氧化应激（ROS）实验 | 第35页 |
| 2.2.17 统计学分析 | 第35页 |
| 2.3 实验结果 | 第35-51页 |
| 2.3.1 转录因子的成功获得 | 第35-37页 |
| 2.3.2 转分化获得上皮样hiHep细胞 | 第37页 |
| 2.3.3 hiHep细胞表达肝细胞基因并具备摄取糖原功能 | 第37-39页 |
| 2.3.4 hiHep细胞具有药物代谢酶活力和可诱导性 | 第39-40页 |
| 2.3.5 hiHep细胞具有药物转运功能 | 第40-43页 |
| 2.3.6 hiHep细胞可用于肝毒性药物评估 | 第43-45页 |
| 2.3.7 hiHep细胞的优化 | 第45-50页 |
| 2.3.8 hiHep细胞长期培养的稳定性 | 第50-51页 |
| 2.4 结论 | 第51-52页 |
| 2.5 讨论 | 第52-55页 |
| 第3章 hiHep细胞：一种新型的胆汁淤积体外模型 | 第55-86页 |
| 3.1 实验材料 | 第55-57页 |
| 3.1.1 药物和试剂 | 第55-56页 |
| 3.1.2 使用仪器 | 第56页 |
| 3.1.3 细胞系 | 第56-57页 |
| 3.2 实验方法 | 第57-63页 |
| 3.2.1 小鼠原代肝细胞的新鲜分离和培养 | 第57页 |
| 3.2.2 总RNA抽提和Real-Time PCR检测 | 第57页 |
| 3.2.3 Western blotting | 第57-59页 |
| 3.2.4 摄取实验 | 第59页 |
| 3.2.5 胆汁分泌指数（BEI）实验 | 第59页 |
| 3.2.6 转运体抑制实验 | 第59页 |
| 3.2.7 转运体极化功能实验 | 第59页 |
| 3.2.8 LC-MS/MS检测d8-TCA的含量 | 第59-60页 |
| 3.2.9 LC-MS/MS检测各胆汁酸成分的含量 | 第60页 |
| 3.2.10 LC-MS/MS检测甲氨蝶呤的含量 | 第60-61页 |
| 3.2.11 毒性检测方法 | 第61-62页 |
| 3.2.11.1 细胞活性MTT实验 | 第61页 |
| 3.2.11.2 氧化应激（ROS）实验 | 第61页 |
| 3.2.11.3 线粒体膜电位（MMP）实验 | 第61-62页 |
| 3.2.11.4 ATP实验 | 第62页 |
| 3.2.11.5 乳酸脱氢酶（LDH）释放实验 | 第62页 |
| 3.2.11.6 凋亡实验 | 第62页 |
| 3.2.12 肝毒性生化指标检测 | 第62-63页 |
| 3.2.13 统计学分析 | 第63页 |
| 3.3 实验结果 | 第63-82页 |
| 3.3.1 hiHep细胞表达胆汁酸合成酶 | 第63-64页 |
| 3.3.2 hiHep细胞表达胆汁酸转运体 | 第64-66页 |
| 3.3.3 hiHep细胞具有极化表达的胆汁酸转运体功能 | 第66-68页 |
| 3.3.4 hiHep细胞具有一定的胆汁酸生成量 | 第68-69页 |
| 3.3.5 hiHep细胞可用于抑制BSEP的胆汁淤积性药物评估 | 第69-75页 |
| 3.3.6 hiHep细胞可进行各胆汁酸成分的细胞毒性研究 | 第75-77页 |
| 3.3.7 hiHep细胞可进行脱氧胆酸（DCA）的肝毒性生化指标评估 | 第77-78页 |
| 3.3.8 hiHep细胞可进行胆汁酸毒性机制的考察 | 第78-79页 |
| 3.3.9 hiHep细胞可进行肝保护药物的评估 | 第79-82页 |
| 3.4 结论 | 第82页 |
| 3.5 讨论 | 第82-86页 |
| 第4章 他汀类对于胆汁酸毒性的潜在保护作用 | 第86-100页 |
| 4.1 实验材料 | 第86-87页 |
| 4.2 实验方法 | 第87-88页 |
| 4.2.1 毒性测定 | 第87-88页 |
| 4.2.1.1 细胞活性MTT实验 | 第87页 |
| 4.2.1.2 ATP实验 | 第87页 |
| 4.2.1.3 氧化应激（ROS）实验 | 第87页 |
| 4.2.1.4 凋亡实验 | 第87-88页 |
| 4.2.1.5 乳酸脱氢酶（LDH）释放实验 | 第88页 |
| 4.2.1.6 谷胱甘肽（GSH）实验 | 第88页 |
| 4.2.2 Western blotting | 第88页 |
| 4.3 实验结果 | 第88-97页 |
| 4.3.1 氟伐他汀可改善DCA下调hiHep的细胞活力 | 第88-91页 |
| 4.3.2 氟伐他汀不影响DCA引起hiHep细胞的ATP下降、ROS生成和细胞死亡 | 第91-94页 |
| 4.3.3 一定浓度的氟伐他汀可改善DCA引起hiHep细胞谷胱甘肽下降的水平 | 第94-96页 |
| 4.3.4 氟伐他汀对于hiHep细胞的保护作用可能依赖于抑制p38的磷酸化激活 | 第96-97页 |
| 4.4 结论 | 第97-98页 |
| 4.5 讨论 | 第98-100页 |
| 第5章 结论与讨论 | 第100-101页 |
| 参考文献 | 第101-111页 |
| 附录1 附图 | 第111-115页 |
| 附录2 缩略词 | 第115-118页 |
| 附录3 图表 | 第118-120页 |
| 附录4 博士期间发表文章及参加的学术会议 | 第120-122页 |
| 作者简历 | 第122页 |
