| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 第一章 绪论 | 第18-34页 |
| 1.1 炎症与癌症 | 第18-23页 |
| 1.1.1 非可控性炎症与癌症发生发展 | 第18-19页 |
| 1.1.2 主要炎性因子与癌症 | 第19-22页 |
| 1.1.3 胃炎与胃癌 | 第22-23页 |
| 1.2 MSC与炎/癌微环境 | 第23-26页 |
| 1.2.1 MSC的生物学特性 | 第23页 |
| 1.2.2 MSC的生物安全性 | 第23-24页 |
| 1.2.3 MSC的趋向性 | 第24页 |
| 1.2.4 MSC参与炎/癌微环境形成 | 第24-25页 |
| 1.2.5 MSC在炎/癌微环境中发挥重要作用 | 第25-26页 |
| 1.3 膜性囊泡exosome | 第26-32页 |
| 1.3.1 exosome的生物学特性 | 第26-27页 |
| 1.3.2 exosome与细胞间信息传递 | 第27-29页 |
| 1.3.3 exosome与癌症微环境 | 第29-31页 |
| 1.3.4 exosome与靶向治疗 | 第31-32页 |
| 1.4 本论文研究目的、方法、技术路线及意义 | 第32-34页 |
| 1.4.1 研究目的 | 第32页 |
| 1.4.2 技术路线与研究方法 | 第32-33页 |
| 1.4.3 预期结果与研究意义 | 第33-34页 |
| 第二章 动物模型建立与胃MSC分离 | 第34-49页 |
| 2.1 材料 | 第34-36页 |
| 2.1.1 主要试剂与实验耗材 | 第34-35页 |
| 2.1.2 主要仪器设备 | 第35页 |
| 2.1.3 实验动物 | 第35-36页 |
| 2.2 方法 | 第36-40页 |
| 2.2.1 动物模型 | 第36页 |
| 2.2.2 血标本采集 | 第36页 |
| 2.2.3 核磁共振成像 | 第36页 |
| 2.2.4 Luminex液相芯片技术 | 第36-37页 |
| 2.2.5 胃组织取材与切片染色 | 第37页 |
| 2.2.6 胃MSC的分离培养 | 第37-38页 |
| 2.2.7 成骨分化 | 第38页 |
| 2.2.8 成脂分化 | 第38页 |
| 2.2.9 染色体分析 | 第38-39页 |
| 2.2.10 细胞表面标记 | 第39页 |
| 2.2.11 Western-blot | 第39页 |
| 2.2.12 统计分析 | 第39-40页 |
| 2.3 结果 | 第40-46页 |
| 2.3.1 大鼠生活状况改变 | 第40页 |
| 2.3.2 影像学 | 第40-41页 |
| 2.3.3 血清学 | 第41-42页 |
| 2.3.4 大鼠胃部大体观 | 第42页 |
| 2.3.5 组织学 | 第42-44页 |
| 2.3.6 胃MSC形态学 | 第44页 |
| 2.3.7 染色体分析 | 第44-45页 |
| 2.3.8 多向分化潜能 | 第45页 |
| 2.3.9 表面标记 | 第45-46页 |
| 2.3.10 干细胞相关指标 | 第46页 |
| 2.4 讨论 | 第46-48页 |
| 2.5 小结 | 第48-49页 |
| 第三章 MSC与炎症微环境的相互作用 | 第49-59页 |
| 3.1 材料 | 第49-50页 |
| 3.1.1 主要试剂与实验耗材 | 第49页 |
| 3.1.2 主要仪器设备 | 第49-50页 |
| 3.2 方法 | 第50-53页 |
| 3.2.1 细胞培养与处理 | 第50页 |
| 3.2.2 细胞周期 | 第50页 |
| 3.2.3 生长曲线 | 第50页 |
| 3.2.4 平板克隆 | 第50页 |
| 3.2.5 Transwell迁移实验 | 第50-51页 |
| 3.2.6 总RNA提取,逆转录PCR和实时定量RT-PCR | 第51-52页 |
| 3.2.7 Western-blot | 第52页 |
| 3.2.8 Luminex | 第52页 |
| 3.2.9 统计分析 | 第52-53页 |
| 3.3 结果 | 第53-57页 |
| 3.3.1 RGI-MSC增殖力较强 | 第53-54页 |
| 3.3.2 RGI-MSC迁移力较强 | 第54页 |
| 3.3.3 RGI-MSC诱导GES-1发生EMT | 第54-55页 |
| 3.3.4 炎性因子分泌量和表达量比较 | 第55-56页 |
| 3.3.5 RGI-MSC促进THP-1迁移 | 第56-57页 |
| 3.4 讨论 | 第57-58页 |
| 3.5 小结 | 第58-59页 |
| 第四章 MSC通过exosome促进胃癌细胞EMT和自我更新 | 第59-74页 |
| 4.1 材料 | 第59-60页 |
| 4.1.1 主要试剂与实验耗材 | 第59-60页 |
| 4.1.2 主要仪器设备 | 第60页 |
| 4.2 方法 | 第60-63页 |
| 4.2.1 exosome提取与鉴定 | 第60-61页 |
| 4.2.2 细胞培养与处理 | 第61页 |
| 4.2.3 激光共聚焦技术 | 第61页 |
| 4.2.4 Transwell实验 | 第61-62页 |
| 4.2.5 无血清培养基克隆形成实验 | 第62页 |
| 4.2.6 软琼脂克隆形成实验 | 第62页 |
| 4.2.7 Western-blot | 第62-63页 |
| 4.2.8 统计分析 | 第63页 |
| 4.3 结果 | 第63-71页 |
| 4.3.1 exosome形态与标志物 | 第63页 |
| 4.3.2 exosome定位于胞浆 | 第63-64页 |
| 4.3.3 MSC-exosome诱导胃癌细胞发生EMT | 第64-66页 |
| 4.3.4 MSC-exosome增强胃癌细胞的自我更新 | 第66-68页 |
| 4.3.5 MSC-exosome通过Akt通路促进胃癌细胞EMT和自我更新 | 第68-71页 |
| 4.4 讨论 | 第71-73页 |
| 4.5 小结 | 第73-74页 |
| 第五章 MSC-exosome诱导胃癌细胞耐药 | 第74-95页 |
| 5.1 材料 | 第74-75页 |
| 5.1.1 主要试剂与实验耗材 | 第74-75页 |
| 5.1.2 主要仪器设备 | 第75页 |
| 5.1.3 实验动物 | 第75页 |
| 5.2 方法 | 第75-78页 |
| 5.2.1 动物模型 | 第75页 |
| 5.2.2 胃癌细胞的体外处理 | 第75-76页 |
| 5.2.3 MTT实验 | 第76页 |
| 5.2.4 总RNA提取,逆转录PCR和实时定量RT-PCR | 第76-77页 |
| 5.2.5 Western-blot | 第77页 |
| 5.2.6 免疫组化 | 第77页 |
| 5.2.7 MDR功能分析 | 第77页 |
| 5.2.8 TUNEL染色 | 第77-78页 |
| 5.2.9 流式细胞凋亡双染实验 | 第78页 |
| 5.2.10 统计分析 | 第78页 |
| 5.3 结果 | 第78-90页 |
| 5.3.1 MSC-exosome体内诱导胃癌细胞化疗抵抗 | 第78-80页 |
| 5.3.2 MSC-exosome体外诱导胃癌细胞化疗抵抗 | 第80-83页 |
| 5.3.3 MSC-exosome增强胃癌细胞抗凋亡能力 | 第83-84页 |
| 5.3.4 MSC-exosome表达MDR蛋白 | 第84页 |
| 5.3.5 MSC-exosome活化CaM-Ks | 第84-85页 |
| 5.3.6 靶向CaM-Ks抑制胃癌耐药 | 第85-86页 |
| 5.3.7 MSC-exosome活化Raf/MEK/ERK通路 | 第86页 |
| 5.3.8 阻断剂抑制Raf/MEK/ERK活化和胃癌耐药 | 第86-88页 |
| 5.3.9 蛋白质发挥主要作用 | 第88-89页 |
| 5.3.10 通路活化为主要机制 | 第89-90页 |
| 5.4 讨论 | 第90-94页 |
| 5.5 小结 | 第94-95页 |
| 第六章 结论与展望 | 第95-97页 |
| 6.1 主要结论 | 第95页 |
| 6.2 研究创新点 | 第95页 |
| 6.3 展望 | 第95-97页 |
| 参考文献 | 第97-112页 |
| 致谢 | 第112-113页 |
| 在学期间发表的论文 | 第113页 |
