| 摘要 | 第1-11页 |
| ABSTRACT | 第11-22页 |
| 第一章 绪论 | 第22-58页 |
| ·β-葡聚糖 | 第22-27页 |
| ·β-葡聚糖的来源与结构 | 第22-24页 |
| ·β-葡聚糖的受体 | 第24页 |
| ·β-葡聚糖的摄取 | 第24-25页 |
| ·β-葡聚糖与免疫应答 | 第25-26页 |
| ·β-葡聚糖的安全性 | 第26-27页 |
| ·Dectin-1 | 第27-32页 |
| ·Dectin-1的结构 | 第27页 |
| ·Dectin-1的表达 | 第27-28页 |
| ·Dectin-1的配体 | 第28页 |
| ·Dectin-1介导的信号通路 | 第28-30页 |
| ·Dectin-1与适应性免疫应答 | 第30页 |
| ·Dectin-1在免疫系统中的作用 | 第30-31页 |
| ·Dectin-1的应用前景 | 第31-32页 |
| ·髓源性抑制细胞(Myeloid-derived suppressor cells,MDSCs) | 第32-47页 |
| ·MDSCs的历史回顾 | 第32页 |
| ·MDSCs的来源、分布 | 第32-33页 |
| ·MDSCs的亚群 | 第33-34页 |
| ·MDSCs的扩增与活化 | 第34-38页 |
| ·MDSCs发挥免疫抑制功能的机制 | 第38-41页 |
| ·MDSCs抑制天然免疫应答和适应性免疫应答 | 第41-43页 |
| ·MDSCs与疾病 | 第43-44页 |
| ·靶向MDSCs的治疗策略 | 第44-47页 |
| ·微小RNA(microRNA,miRNA) | 第47-54页 |
| ·miRNA概述 | 第47页 |
| ·成熟miRNA的生物合成和作用机制 | 第47-49页 |
| ·miRNA在免疫系统中的作用 | 第49-52页 |
| ·miRNA对髓系细胞分化的调控 | 第52-53页 |
| ·miRNA对MDSCs的调控 | 第53-54页 |
| ·本研究的目的、方法、实验设计及意义 | 第54-58页 |
| ·研究目的 | 第54页 |
| ·研究方法 | 第54页 |
| ·实验设计 | 第54-56页 |
| ·研究意义 | 第56-58页 |
| 第二章 WGP通过调控M-MDSCs分化与成熟来增强抗瘤免疫应答 | 第58-96页 |
| ·实验仪器和材料 | 第59-64页 |
| ·实验仪器 | 第59-60页 |
| ·材料 | 第60页 |
| ·试剂 | 第60-62页 |
| ·实验动物 | 第62-63页 |
| ·主要溶液配制 | 第63-64页 |
| ·实验方法 | 第64-78页 |
| ·小鼠Lewis肺癌移植瘤模型的建立 | 第64页 |
| ·MDSCs分离与纯化 | 第64-65页 |
| ·MDSCs表面Dectin-1的检测 | 第65-67页 |
| ·体外WGP对MDSCs的分化作用 | 第67-71页 |
| ·WGP对M-MDSCs免疫抑制能力的影响 | 第71-72页 |
| ·WGP对荷瘤小鼠体内MDSCs的调控 | 第72-74页 |
| ·FCM检测小鼠脾脏、局部引流淋巴结以及肿瘤中浸润的CTL和Th1细胞的比例 | 第74-75页 |
| ·FCM检测小鼠脾脏、局部引流淋巴结以及肿瘤组织中浸润的CD4~+CD25~+Foxp3~+T细胞的比例 | 第75-76页 |
| ·脾脏中CD4~+CD25~+T细胞的免疫抑制功能的检测 | 第76-77页 |
| ·WGP诱导M-MDSCs分化的信号途经 | 第77-78页 |
| ·图像与统计学分析 | 第78页 |
| ·实验结果 | 第78-92页 |
| ·MDSCs表达Dectin-1 | 第78-79页 |
| ·WGP促进M-MDSCs的体外分化 | 第79-82页 |
| ·WGP通过Dectin-1途径促进M-MDSCs的分化 | 第82-83页 |
| ·WGP能够降低M-MDSCs免疫抑制功能 | 第83-84页 |
| ·WGP对荷瘤小鼠体内MDSCs的调控 | 第84-87页 |
| ·WGP对荷瘤小鼠体内T细胞的影响 | 第87-91页 |
| ·WGP诱导的M-MDSCs的分化依赖于NF-κB途径 | 第91-92页 |
| ·讨论 | 第92-96页 |
| 第三章 miR-9通过靶向Runx1的表达来调控MDSCs的成熟分化与功能 | 第96-148页 |
| ·实验仪器和材料 | 第97-105页 |
| ·实验仪器 | 第97-98页 |
| ·材料 | 第98-99页 |
| ·试剂 | 第99-101页 |
| ·实验动物 | 第101页 |
| ·主要溶液配制 | 第101-102页 |
| ·相关质粒图谱 | 第102-105页 |
| ·实验方法 | 第105-125页 |
| ·小鼠Lewis肺癌移植瘤模型的建立 | 第105页 |
| ·MDSCs分离与纯化 | 第105页 |
| ·WGP对G-MDSCs功能的调控 | 第105-106页 |
| ·WGP对MDSCs中Runx1表达的影响 | 第106页 |
| ·Runx1在MDSCs中的功能 | 第106-107页 |
| ·microRNA表达谱芯片检测及分析 | 第107-108页 |
| ·靶基因的预测 | 第108页 |
| ·qRT-PCR检测miRNA的表达 | 第108-110页 |
| ·miR-9与Runx1靶向关系的验证 | 第110-118页 |
| ·miR-9对MDSCs功能的调控 | 第118页 |
| ·miR-9对荷瘤小鼠肿瘤发生发展的调控 | 第118-119页 |
| ·免疫荧光检测肺癌患者肿瘤组织中浸润的MDSCs | 第119页 |
| ·人血清中miRNA的提取 | 第119-120页 |
| ·qRT-PCR检测肺癌患者肿瘤组织中的miR-9、Runx1和精氨酸酶的mRNA水平 | 第120-121页 |
| ·调控miR-9表达的转录因子的预测和验证 | 第121-125页 |
| ·实验结果 | 第125-144页 |
| ·WGP抑制G-MDSCs的功能 | 第125-126页 |
| ·Runxl参与调控MDSCs的成熟和功能 | 第126-129页 |
| ·MDSCs中调控Runx1的miRNA的预测和筛选 | 第129-131页 |
| ·miR-9调控Runx1的表达 | 第131-134页 |
| ·miR-9对MDSCs的调控 | 第134-137页 |
| ·miR-9逆转WGP对MDSCs的调控 | 第137-138页 |
| ·miR-9对荷瘤小鼠肿瘤发生发展的调控 | 第138-140页 |
| ·miR-9在肺癌患者中的表达以及与MDSCs相关效应分子的关系 | 第140-142页 |
| ·CREB调控miR-9的表达 | 第142-144页 |
| ·讨论 | 第144-148页 |
| 结论 | 第148-149页 |
| 参考文献 | 第149-174页 |
| 致谢 | 第174-175页 |
| 在学期间发表的学术论文及其他科研成果 | 第175-177页 |
