| 摘要 | 第11-14页 |
| Abstract | 第14-16页 |
| 符号说明及缩略词 | 第17-18页 |
| 第一章 文献综述 | 第18-38页 |
| 1.1 细菌生物被膜概述 | 第18-19页 |
| 1.2 细菌胞外基质 | 第19-20页 |
| 1.3 细菌生物被膜中的胞外多糖 | 第20-22页 |
| 1.4 胞外DNA概述 | 第22-32页 |
| 1.4.1 胞外DNA在自然界中的分布 | 第22-23页 |
| 1.4.2 胞外DNA的发现过程 | 第23-24页 |
| 1.4.3 胞外DNA的来源 | 第24-26页 |
| 1.4.4 胞外DNA的作用 | 第26-32页 |
| 1.5 细菌胞外基质中大分子的相互作用 | 第32-34页 |
| 1.5.1 EPS-蛋白质相互作用 | 第32页 |
| 1.5.2 DNA-蛋白质相互作用 | 第32-33页 |
| 1.5.3 EPS-DNA相互作用 | 第33-34页 |
| 1.6 本论文研究思路及内容 | 第34-38页 |
| 第二章 eDNA与EPS相互作用的确认和化学本质 | 第38-55页 |
| 2.1 实验材料 | 第38-41页 |
| 2.1.1 菌株 | 第38页 |
| 2.1.2 培养基 | 第38页 |
| 2.1.3 实验试剂及试剂盒 | 第38-40页 |
| 2.1.4 仪器耗材 | 第40-41页 |
| 2.2 实验方法 | 第41-44页 |
| 2.2.1 黄色粘球菌不可溶性胞外多糖的提取 | 第41-42页 |
| 2.2.2 黄色粘球菌可溶性胞外多糖的提取 | 第42页 |
| 2.2.3 透射电镜观察EPS和DNA | 第42-43页 |
| 2.2.4 光散射实验 | 第43页 |
| 2.2.5 染料替代实验 | 第43-44页 |
| 2.2.6 红外光谱实验 | 第44页 |
| 2.2.7 圆二色谱实验 | 第44页 |
| 2.2.8 样品制备和共聚焦激光扫描显微镜 | 第44页 |
| 2.3 实验结果和分析 | 第44-53页 |
| 2.3.1 CLSM结果及分析 | 第44-46页 |
| 2.3.2 透射电镜实验结果 | 第46-47页 |
| 2.3.3 光散射实验结果 | 第47-50页 |
| 2.3.4 染料替代实验结果 | 第50-51页 |
| 2.3.5 红外光谱实验结果 | 第51-53页 |
| 2.3.6 圆二色谱实验结果 | 第53页 |
| 2.4 本章小结 | 第53-55页 |
| 第三章 eDNA-EPS的相互作用所赋予整合型ECM的相关生物学功能和特性 | 第55-68页 |
| 3.1 实验材料 | 第55-56页 |
| 3.1.1 菌株 | 第55页 |
| 3.1.2 培养基 | 第55-56页 |
| 3.1.3 实验试剂及试剂盒 | 第56页 |
| 3.1.4 仪器耗材 | 第56页 |
| 3.2 实验方法 | 第56-60页 |
| 3.2.1 DNA酶降解实验 | 第56-57页 |
| 3.2.2 粘度测定实验 | 第57-58页 |
| 3.2.3 生物被膜抗生素抗性实验 | 第58-59页 |
| 3.2.4 生物被膜表面活性剂耐受性实验 | 第59页 |
| 3.2.5 M.xanthus社会性发育能力分析 | 第59页 |
| 3.2.6 M.xanthus捕食能力分析 | 第59-60页 |
| 3.2.7 DNA营养供给实验 | 第60页 |
| 3.3 实验结果和分析 | 第60-67页 |
| 3.3.1 DNA、EPS及DNA-EPS复合物粘度探究实验 | 第60-62页 |
| 3.3.2 EPS保护DNA不受DNase降解 | 第62-63页 |
| 3.3.3 eDNA缺陷对M.xanthus生物被膜抗逆性影响的探究 | 第63-64页 |
| 3.3.4 eDNA作为M.xanthus的营养物质 | 第64-65页 |
| 3.3.5 eDNA缺陷对M.xanthus子实体发育及捕食影响的探究 | 第65-67页 |
| 3.4 本章小结 | 第67-68页 |
| 第四章 M.xanthus eDNA来源的探究 | 第68-80页 |
| 4.1 实验材料 | 第68-69页 |
| 4.1.1 菌株 | 第68页 |
| 4.1.2 培养基 | 第68-69页 |
| 4.1.3 实验试剂及试剂盒 | 第69页 |
| 4.1.4 仪器耗材 | 第69页 |
| 4.2 实验方法 | 第69-74页 |
| 4.2.1 M.xanthus生长曲线及eDNA含量曲线的绘制 | 第69页 |
| 4.2.2 eDNA含量的测定 | 第69-70页 |
| 4.2.3 DK1622基因组以及胞外DNA的提取 | 第70页 |
| 4.2.4 PCR验证 | 第70-72页 |
| 4.2.5 β-半乳糖苷酶活性的测定 | 第72-73页 |
| 4.2.6 M.xanthus释放到上清液中eDNA含量的测定 | 第73页 |
| 4.2.7 CLSM中染色信号的定量 | 第73-74页 |
| 4.3 实验结果和分析 | 第74-79页 |
| 4.3.1 液体培养条件下M.xanthus eDNA含量随其生长的变化趋势 | 第74-75页 |
| 4.3.2 生物被膜培养条件下M.xanthus eDNA含量随其生长的变化趋势 | 第75-77页 |
| 4.3.3 eDNA来自于M.xanthus主动分泌方式的探究 | 第77-78页 |
| 4.3.4 M.xanthus eDNA与M.xanthus基因组相似性分析 | 第78-79页 |
| 4.4 本章小结 | 第79-80页 |
| 总结与展望 | 第80-83页 |
| 参考文献 | 第83-92页 |
| 致谢 | 第92-93页 |
| 学位论文评阅及答辩情况表 | 第93页 |
