| 中文摘要 | 第8-11页 |
| Abstract | 第11-14页 |
| 缩略词 | 第15-17页 |
| 第一章 文献综述 | 第17-29页 |
| 1.1 离体苗再生 | 第17-21页 |
| 1.1.1 植物细胞的全能性 | 第17-18页 |
| 1.1.2 拟南芥离体苗再生及其模型的建立 | 第18-20页 |
| 1.1.3 离体苗再生的机理研究 | 第20-21页 |
| 1.2 植物MicroRNAs | 第21-25页 |
| 1.2.1 miRNA的特征 | 第21页 |
| 1.2.2 miRNA的合成 | 第21-22页 |
| 1.2.3 miRNA的作用机制 | 第22-23页 |
| 1.2.4 miRNAs在拟南芥离体苗再生中的功能 | 第23-24页 |
| 1.2.5 miR159的功能研究 | 第24-25页 |
| 1.3 植物Argonaute (AGO)蛋白 | 第25-28页 |
| 1.3.1 AGO蛋白的分类及功能 | 第25-26页 |
| 1.3.2 拟南芥AGO蛋白的功能 | 第26-28页 |
| 1.4 研究的目的与意义 | 第28-29页 |
| 第二章 拟南芥miR159调控离体苗再生的功能研究 | 第29-59页 |
| 2.1 实验材料 | 第29-33页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第29-30页 |
| 2.1.2 植物培养条件 | 第30页 |
| 2.1.3 植物培养材料 | 第30页 |
| 2.1.4 菌株和载体 | 第30页 |
| 2.1.5 生化试剂、酶和试剂盒 | 第30页 |
| 2.1.6 实验仪器 | 第30-31页 |
| 2.1.7 培养基和溶液的配制 | 第31-33页 |
| 2.1.7.1 培养基的配制 | 第31-32页 |
| 2.1.7.2 常用溶液的配制 | 第32-33页 |
| 2.2 实验方法 | 第33-43页 |
| 2.2.1 愈伤组织形成及离体苗分化 | 第33页 |
| 2.2.2 外植体材料的透明化处理 | 第33页 |
| 2.2.3 DNA提取及基因型检测 | 第33-34页 |
| 2.2.3.1 DNA提取 | 第33页 |
| 2.2.3.2 基因型检测 | 第33-34页 |
| 2.2.4 RNA抽提、反转录及基因表达分析 | 第34-35页 |
| 2.2.4.1 植物材料的RNA抽提 | 第34页 |
| 2.2.4.2 RNA的反转录 | 第34页 |
| 2.2.4.3 基因表达检测 | 第34-35页 |
| 2.2.5 载体构建及转基因系的获取 | 第35-38页 |
| 2.2.5.1 载体构建 | 第35-36页 |
| 2.2.5.2 大肠杆菌转化及阳性克隆的筛选 | 第36-37页 |
| 2.2.5.3 质粒提取 | 第37页 |
| 2.2.5.4 载体转化农杆菌 | 第37页 |
| 2.2.5.5 农杆菌侵染拟南芥 | 第37-38页 |
| 2.2.5.6 转基因拟南芥的阳性苗筛选 | 第38页 |
| 2.2.6 拟南芥杂交实验 | 第38页 |
| 2.2.7 GUS染色 | 第38页 |
| 2.2.8 GFP信号观察 | 第38-39页 |
| 2.2.9 RNA原位杂交 | 第39-43页 |
| 2.2.9.1 材料的玻片制备 | 第39页 |
| 2.2.9.2 RNA探针的制备 | 第39-41页 |
| 2.2.9.3 RNA原位杂交 | 第41-43页 |
| 2.3 实验结果 | 第43-55页 |
| 2.3.1 MIM159及靶基因抗剪切体的构建 | 第43-44页 |
| 2.3.2 miR159B在离体苗再生中的表达模式 | 第44-45页 |
| 2.3.3 miR159是拟南芥根外植体愈伤组织形成的负调控因子 | 第45-49页 |
| 2.3.3.1 miR159ab双突变体根外植体愈伤组织形成能力增强 | 第45-46页 |
| 2.3.3.2 miR159通过下调靶基因表达抑制愈伤组织形成 | 第46-49页 |
| 2.3.4 miR159是根外植体离体苗再生的正调控因子 | 第49-53页 |
| 2.3.4.1 mir159ab双突变体离体苗再生减弱 | 第49-50页 |
| 2.3.4.2 miR159通过下调靶基因表达促进离体苗再生 | 第50-53页 |
| 2.3.4.2.1 靶基因MYB33、MYB65和MYB101在miR159ab双突变体离体培养物中上调表达 | 第50页 |
| 2.3.4.2.2 miR159靶基因抗剪切体的离体苗再生能力减弱 | 第50-51页 |
| 2.3.4.2.3 离体苗再生过程中miR159对MYB65的调控模式 | 第51-53页 |
| 2.3.5 MYB65抑制离体苗再生中的细胞分裂素信号响应 | 第53页 |
| 2.3.6 MYB65促进离体苗再生中的生长素响应 | 第53-54页 |
| 2.3.7 MYB65抑制离体苗再生过程中WUS、CLV3和STM的表达 | 第54-55页 |
| 2.4 讨论 | 第55-59页 |
| 第三章 拟南芥miR159对主根生长的影响 | 第59-75页 |
| 3.1 实验材料 | 第60-61页 |
| 3.1.1 植物材料 | 第60页 |
| 3.1.2 植物培养条件 | 第60页 |
| 3.1.3 植物培养材料 | 第60页 |
| 3.1.4 菌株和载体 | 第60页 |
| 3.1.5 生化试剂、酶和试剂盒 | 第60页 |
| 3.1.6 实验仪器 | 第60页 |
| 3.1.7 培养基和溶液的配制 | 第60-61页 |
| 3.1.7.1 培养基的配制 | 第60-61页 |
| 3.1.7.2 常用溶液的配制 | 第61页 |
| 3.2 实验方法 | 第61-65页 |
| 3.2.1 生根培养 | 第61页 |
| 3.2.2 外植体材料的透明化处理 | 第61页 |
| 3.2.3 DNA提取及基因型检测 | 第61页 |
| 3.2.4 RNA抽提、反转录及基因表达分析 | 第61页 |
| 3.2.5 载体构建及转基因系的获取 | 第61页 |
| 3.2.6 拟南芥杂交实验 | 第61页 |
| 3.2.7 GUS染色 | 第61页 |
| 3.2.8 GFP信号观察 | 第61页 |
| 3.2.9 蛋白的诱导纯化与EMSA实验 | 第61-65页 |
| 3.2.9.1 蛋白的诱导 | 第61-63页 |
| 3.2.9.2 诱导蛋白的纯化 | 第63页 |
| 3.2.9.3 MYB65-N蛋白的EMSA实验 | 第63-65页 |
| 3.2.10 EdU染色 | 第65页 |
| 3.3 实验结果 | 第65-73页 |
| 3.3.1 miR159抑制拟南芥主根的生长 | 第65-66页 |
| 3.3.2 miR159抑制拟南芥主根生长过程中MYB33、MYB65和MYB101的基因表达 | 第66-68页 |
| 3.3.3 过表达靶基因MYB33、MYB65和MYB101均促进主根的生长 | 第68-69页 |
| 3.3.4 MYB65促进主根根尖分生组织区细胞周期进程 | 第69-70页 |
| 3.3.5 MYB65蛋白原核表达载体的构建及蛋白的诱导 | 第70-71页 |
| 3.3.6 MYB65直接调控CYCB1;1的表达 | 第71-72页 |
| 3.3.7 MYB65对PIN1及根尖干细胞相关基因表达影响较弱 | 第72-73页 |
| 3.4 讨论 | 第73-75页 |
| 第四章 拟南芥AGO10对离体苗再生的功能研究 | 第75-95页 |
| 4.1 实验材料与试剂 | 第75-76页 |
| 4.1.1 植物材料 | 第75-76页 |
| 4.1.2 培养条件 | 第76页 |
| 4.1.3 植物培养材料 | 第76页 |
| 4.1.4 菌株和载体 | 第76页 |
| 4.1.5 生化试剂、酶和试剂盒 | 第76页 |
| 4.1.6 实验仪器 | 第76页 |
| 4.1.7 培养基和溶液的配制 | 第76页 |
| 4.2 实验方法 | 第76-77页 |
| 4.2.1 离体苗的液体诱导及表型观察 | 第76-77页 |
| 4.2.1.1 离体苗的液体诱导 | 第76-77页 |
| 4.2.1.2 离体苗的表型观察 | 第77页 |
| 4.2.2 DNA提取及基因型检测 | 第77页 |
| 4.2.3 RNA抽提、反转录及基因表达分析 | 第77页 |
| 4.2.4 载体构建及转基因系的获取 | 第77页 |
| 4.2.5 拟南芥杂交实验 | 第77页 |
| 4.2.6 GUS染色 | 第77页 |
| 4.2.7 GFP信号观察 | 第77页 |
| 4.2.8 RNA原位杂交 | 第77页 |
| 4.3 实验结果 | 第77-92页 |
| 4.3.1 AGO10是离体苗再生的负调控因子 | 第77-81页 |
| 4.3.1.1 ago10离体苗再生能力增强 | 第77-79页 |
| 4.3.1.2 过表达及表型恢复株系的获得 | 第79页 |
| 4.3.1.3 35S:AGO10抑制离体苗再生 | 第79-80页 |
| 4.3.1.4 p35S:AGO10恢复ago10离体苗再生表型 | 第80-81页 |
| 4.3.2 AGO10通过抑制离体生长点(SAM)的重建抑制离体苗再生 | 第81-83页 |
| 4.3.2.1 AGO10抑制离体生长点前体的形成 | 第81-83页 |
| 4.3.2.2 AGO10抑制生长点相关基因的表达 | 第83页 |
| 4.3.3 离体苗再生过程中AGO10的时空表达模式 | 第83-86页 |
| 4.3.3.1 pAGO10:GUS和pAGO1O:GFP载体的构建 | 第83-84页 |
| 4.3.3.2 AGO10在离体苗再生中的时空表达模式 | 第84-85页 |
| 4.3.3.3 AGO1与AGO10在离体苗再生过程中表达重叠 | 第85-86页 |
| 4.3.4 AGO10在离体苗再生过程中抑制miR165/6的表达 | 第86-88页 |
| 4.3.5 miR165/6在离体苗再生中抑制HD-ZIPⅢ家族基因的表达 | 第88-89页 |
| 4.3.6 miR165/6促进离体苗再生 | 第89-91页 |
| 4.3.6.1 MIM165/6载体的构建 | 第89-90页 |
| 4.3.6.2 miR165/6促进离体苗再生 | 第90-91页 |
| 4.3.7 MIM165/6部分恢复ago10离体苗再生表型 | 第91-92页 |
| 4.4 讨论 | 第92-95页 |
| 论文创新点 | 第95-96页 |
| 参考文献 | 第96-104页 |
| 附表1 论文所用部分引物 | 第104-107页 |
| 研究生期间发表的论文情况 | 第107-108页 |
| 致谢 | 第108-109页 |
| 学位论文评阅及答辩情况表 | 第109页 |
