缩略语表 | 第6-8页 |
中文摘要 | 第8-10页 |
英文摘要 | 第10-11页 |
前言 | 第12-13页 |
文献回顾 | 第13-32页 |
第一部分 参与人晶状体上皮细胞氧化损伤关键miRNA的筛选与验证 | 第32-52页 |
1 材料 | 第32-33页 |
1.1 细胞 | 第32页 |
1.2 主要仪器 | 第32-33页 |
1.3 实验试剂 | 第33页 |
2 实验方法 | 第33-43页 |
2.1 细胞复苏 | 第33页 |
2.2 人晶状体上皮细胞的培养 | 第33-34页 |
2.3 细胞活力的MTT检测 | 第34-35页 |
2.4 流式细胞仪测细胞凋亡 | 第35-36页 |
2.5 Hoechst33258染色检测细胞凋亡 | 第36-37页 |
2.6 差异表达的miRNA筛选 | 第37-39页 |
2.7 qRT-PCR验证差异表达的miRNA | 第39-41页 |
2.8 荧光核酸原位杂交(fluorescence in situ hybridization,FISH)实验验证差异表达的miRNA | 第41-43页 |
2.9 统计学处理 | 第43页 |
3 实验结果 | 第43-48页 |
3.1 H_2O_2共培养减弱HLE-B3细胞的活力 | 第43-44页 |
3.2 H_2O_2处理诱导HLE-B3细胞凋亡 | 第44-45页 |
3.3 miRNA基因芯片检测筛选出H_2O_2处理前后差异表达的miRNA | 第45-46页 |
3.4 qRT-PCR验证差异表达的miRNA | 第46-47页 |
3.5 FISH验证差异表达的miRNA | 第47-48页 |
4 讨论 | 第48-52页 |
第二部分 miRNA靶基因的预测和验证 | 第52-85页 |
1 材料 | 第52-53页 |
1.1 细胞 | 第52页 |
1.2 主要仪器 | 第52页 |
1.3 实验试剂 | 第52-53页 |
2 实验方法 | 第53-70页 |
2.1 细胞的培养 | 第53页 |
2.2 miRNA的靶基因预测 | 第53-54页 |
2.3 同位素标记相对和绝对定量技术(isobaric tags for relative and absolute quantitation,iTRAQ)联合串联质谱分析 | 第54-59页 |
2.4 双荧光素酶报告基因实验 | 第59-66页 |
2.5 细胞转染效率评价 | 第66-68页 |
2.6 细胞转染后qRT-PCR检测miR-34a-5p及其靶基因的表达水平 | 第68-69页 |
2.7 细胞转染后Western blot检测靶蛋白的表达水平 | 第69-70页 |
2.8 统计学处理 | 第70页 |
3 实验结果 | 第70-81页 |
3.1 miR-630,miR-335-3p和miR-34a-5p的靶基因预测和分类 | 第70-73页 |
3.2 iTRAQ蛋白质组学分析氧化损伤前后差异表达的蛋白质 | 第73-76页 |
3.3 双荧光素酶报告基因实验验证miR-34a-5p对靶基因的调控作用 | 第76-79页 |
3.4 细胞转染效率评价 | 第79-80页 |
3.5 细胞转染后检测miR-34a-5p对靶基因的调控作用 | 第80-81页 |
4 讨论 | 第81-85页 |
第三部分 miR-34a-5p及其靶基因对HLE-B3细胞在H_2O_2诱导的氧化损伤中功能影响的研究 | 第85-95页 |
1 材料 | 第85-86页 |
1.1 细胞 | 第85页 |
1.2 主要仪器 | 第85页 |
1.3 主要试剂 | 第85-86页 |
2 实验方法 | 第86-88页 |
2.1 细胞的培养 | 第86页 |
2.2 细胞转染 | 第86页 |
2.3 CCK8检测细胞活力 | 第86-87页 |
2.4 qRT-PCR | 第87页 |
2.5 Western blot | 第87页 |
2.6 细胞免疫荧光检测靶蛋白表达水平 | 第87-88页 |
2.7 统计学处理 | 第88页 |
3 实验结果 | 第88-92页 |
3.1 H_2O_2诱导的氧化损伤对HLE-B3细胞内miR-34a-5p/SIRT1和miR-34a-5p/GPX3表达水平的影响 | 第88-90页 |
3.2 干扰miR-34a-5p表达水平对HLE-B3细胞在H_2O_2诱导的氧化损伤中功能的影响 | 第90-92页 |
4 讨论 | 第92-95页 |
小结 | 第95-96页 |
参考文献 | 第96-114页 |
个人简历和研究成果 | 第114-116页 |
致谢 | 第116页 |