| 摘要 | 第8-10页 |
| ABSTRACT | 第10-11页 |
| 第1章 绪论 | 第12-26页 |
| 1.1 微生物多糖综述 | 第12-16页 |
| 1.1.1 微生物多糖 | 第12页 |
| 1.1.2 微生物多糖的分类 | 第12-13页 |
| 1.1.3 胞外多糖的组成和结构 | 第13页 |
| 1.1.4 胞外多糖的功能 | 第13-15页 |
| 1.1.5 几种重要的胞外多糖 | 第15-16页 |
| 1.2 微生物多糖的研究方法 | 第16-17页 |
| 1.2.1 微生物多糖的提取方法 | 第16页 |
| 1.2.2 微生物多糖的纯化方法 | 第16页 |
| 1.2.3 多糖的单糖组成分析 | 第16-17页 |
| 1.2.4 多糖红外光谱分析 | 第17页 |
| 1.2.5 核磁共振分析 | 第17页 |
| 1.3 海洋交替假单胞菌胞外多糖的研究现状 | 第17-18页 |
| 1.4 环境因子对多糖合成的影响 | 第18-19页 |
| 1.5 基因定量方法—荧光定量PCR | 第19-22页 |
| 1.5.1 荧光定量PCR技术 | 第19-21页 |
| 1.5.2 实时荧光定量PCR技术的应用 | 第21-22页 |
| 1.6 立题依据和研究内容 | 第22-26页 |
| 1.6.1 立题依据 | 第22-23页 |
| 1.6.2 研究内容 | 第23-24页 |
| 1.6.3 技术路线 | 第24-26页 |
| 第2章 不同环境因子下Pseudoalteromonas issachenkonii HZ胞外多糖的提取、分离及纯化 | 第26-34页 |
| 2.1 材料 | 第26-28页 |
| 2.1.1 菌株与培养基 | 第26-27页 |
| 2.1.2 试剂 | 第27页 |
| 2.1.3 仪器与设备 | 第27-28页 |
| 2.2 实验方法 | 第28-30页 |
| 2.2.1 海洋细菌Pseudoalteromonas issachenkonii HZ胞外多糖的提取 | 第28页 |
| 2.2.2 多糖样品中的蛋白质的去除 | 第28页 |
| 2.2.3 DEAE-52 纯化胞外多糖 | 第28-29页 |
| 2.2.4 Sepharose G-100 对胞外多糖除杂 | 第29页 |
| 2.2.5 半透膜除盐 | 第29-30页 |
| 2.2.6 冷冻干燥 | 第30页 |
| 2.3 结果与讨论 | 第30-31页 |
| 2.3.1 胞外多糖除蛋白后紫外扫描曲线 | 第30页 |
| 2.3.2 DEAE-52 离子交换层析结果 | 第30-31页 |
| 2.3.3 Sepharose G-100 柱层析结果 | 第31页 |
| 2.4 本章小结 | 第31-34页 |
| 第3章 不同环境因子下Pseudoalteromonas issachenkonii HZ产胞外多糖结构的差异 | 第34-44页 |
| 3.1 材料 | 第35页 |
| 3.1.1 试剂 | 第35页 |
| 3.1.2 仪器与设备 | 第35页 |
| 3.2 实验方法 | 第35-36页 |
| 3.2.1 胞外多糖单糖组成分析 | 第35-36页 |
| 3.2.2 胞外多糖的傅里叶红外光谱分析 | 第36页 |
| 3.2.3 胞外多糖的核磁共振解析 | 第36页 |
| 3.3 结果与讨论 | 第36-42页 |
| 3.3.1 不同环境因子条件下胞外多糖单糖组成结果 | 第36-37页 |
| 3.3.2 不同环境因子条件下胞外多糖红外光谱分析结果 | 第37-38页 |
| 3.3.3 不同环境因子条件下核磁共振波谱分析结果 | 第38-42页 |
| 3.4 本章小结 | 第42-44页 |
| 第4章 不同环境因子对海洋细菌Pseudoalteromonas issachenkonii HZ引导糖基转移酶基因表达的影响 | 第44-62页 |
| 4.1 材料 | 第45-46页 |
| 4.1.1 菌株与培养基 | 第45页 |
| 4.1.2 试剂 | 第45-46页 |
| 4.1.3 仪器与设备 | 第46页 |
| 4.2 实验方法 | 第46-52页 |
| 4.2.1 菌种活化 | 第46-47页 |
| 4.2.2 DNA的提取 | 第47页 |
| 4.2.3 引物的设计与合成 | 第47页 |
| 4.2.4 PCR反应体系与程序 | 第47-48页 |
| 4.2.5 PCR产物的纯化 | 第48-49页 |
| 4.2.6 引导糖基转移酶序列分析 | 第49页 |
| 4.2.7 温度变化对引导糖基转移酶基因表达的影响 | 第49页 |
| 4.2.8 pH对引导糖基转移酶基因表达的影响 | 第49页 |
| 4.2.9 海盐浓度对引导糖基转移酶基因表达的影响 | 第49页 |
| 4.2.10 RNA的提取及cDNA的反转录合成 | 第49-51页 |
| 4.2.11 荧光定量PCR体系的建立 | 第51-52页 |
| 4.2.12 实验数据的处理 | 第52页 |
| 4.3 结果与讨论 | 第52-59页 |
| 4.3.1 基因组DNA的提取 | 第52-53页 |
| 4.3.2 引导糖基转移酶基因的扩增 | 第53-54页 |
| 4.3.3 细菌总RNA的提取 | 第54页 |
| 4.3.4 引物特异性分析 | 第54-56页 |
| 4.3.5 引物扩增效率验证 | 第56-57页 |
| 4.3.6 引导糖基转移酶基因对温度变化的响应 | 第57-58页 |
| 4.3.7 引导糖基转移酶对海盐浓度变化的响应 | 第58页 |
| 4.3.8 引导糖基转移酶对pH变化的响应 | 第58-59页 |
| 4.4 本章小结 | 第59-62页 |
| 第5章 结论与展望 | 第62-64页 |
| 5.1 结论 | 第62-63页 |
| 5.2 展望 | 第63-64页 |
| 参考文献 | 第64-70页 |
| 致谢 | 第70-72页 |
| 在学期间主要科研成果 | 第72页 |
| 一、发表学术论文 | 第72页 |
| 二、其他科研成果 | 第72页 |
