| 致谢 | 第7-8页 |
| 摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-12页 |
| 1 引言 | 第16-40页 |
| 1.1 AHL产生菌在环境中的分布与AHL合成机制 | 第16-23页 |
| 1.1.1 产AHL细菌在环境中的分布与多样性 | 第17-20页 |
| 1.1.2 AHL信号分子合成机制 | 第20-23页 |
| 1.2 缺氧环境对细菌群体感应系统的影响 | 第23-28页 |
| 1.2.1 细菌缺氧生存环境的普遍性 | 第23-25页 |
| 1.2.2 细菌对缺氧环境的响应机制 | 第25-27页 |
| 1.2.3 缺氧环境对细菌群体感应系统的影响 | 第27-28页 |
| 1.3 根瘤菌科群体感应系统与环境应用 | 第28-33页 |
| 1.3.1 根瘤菌科系统发育分类与环境应用 | 第28-29页 |
| 1.3.2 根瘤菌科群体感应系统 | 第29-30页 |
| 1.3.3 Ensifer adhaerens在环境修复中的应用 | 第30-33页 |
| 1.4 Sphingomonads群体感应系统与环境应用 | 第33-36页 |
| 1.4.1 Sphingomonads系统发育分类与环境应用 | 第33-34页 |
| 1.4.2 Sphingomonads群体感应系统 | 第34-35页 |
| 1.4.3 菌株US6-1在环境修复中的应用 | 第35-36页 |
| 1.5 论文选题依据与研究方案 | 第36-40页 |
| 1.5.1 论文选题依据 | 第36-37页 |
| 1.5.2 研究方案 | 第37-40页 |
| 2 陆生与湿地植物根际中AHL合成酶基因的多样性分布 | 第40-56页 |
| 2.1 实验材料与方法 | 第40-45页 |
| 2.1.1 主要试剂与仪器 | 第40-41页 |
| 2.1.2 根际样品采集 | 第41页 |
| 2.1.3 样品处理与菌株分离 | 第41-42页 |
| 2.1.4 产AHL细菌的检测与鉴定 | 第42页 |
| 2.1.5 AHL信号分子萃取与TLC鉴定 | 第42-43页 |
| 2.1.6 根瘤菌科AHL合成酶基因通用引物设计 | 第43-44页 |
| 2.1.7 单菌株中AHL合成酶基因扩增 | 第44页 |
| 2.1.8 根际样品中AHL合成酶基因扩增和克隆文库构建 | 第44-45页 |
| 2.2 研究结果与讨论 | 第45-55页 |
| 2.2.1 引物RAHL352F/RAHL461R特异性和效率分析 | 第45-46页 |
| 2.2.2 两种陆生植物根际AHL合成酶基因多样性 | 第46-49页 |
| 2.2.3 两种湿地植物根际AHL产生菌多样性 | 第49-51页 |
| 2.2.4 两种湿地植物根际AHL合成酶基因多样性 | 第51-53页 |
| 2.2.5 陆生和水生植物根际AHL合成酶基因多样性比较 | 第53-55页 |
| 2.3 本章小结 | 第55-56页 |
| 3 具有降解芳香烃和合成AHL双重潜力的菌株的多样性分布 | 第56-70页 |
| 3.1 实验材料与方法 | 第56-60页 |
| 3.1.1 主要试剂和仪器 | 第56-57页 |
| 3.1.2 基因组搜索具有芳香烃降解和AHL合成双重潜力的细菌 | 第57页 |
| 3.1.3 系统发育树构建与分析 | 第57-58页 |
| 3.1.4 样品采集与富集 | 第58页 |
| 3.1.5 PAHs降解菌和AHL产生菌的筛选 | 第58-59页 |
| 3.1.6 菌株鉴定 | 第59页 |
| 3.1.7 AHL信号分子萃取 | 第59页 |
| 3.1.8 AHL信号分子TLC鉴定 | 第59页 |
| 3.1.9 AHL信号分子GC-MS鉴定 | 第59页 |
| 3.1.10 基因序列号 | 第59-60页 |
| 3.2 研究结果与讨论 | 第60-68页 |
| 3.2.1 具有降解芳香烃和产AHL双重潜力的细菌多样性 | 第60-61页 |
| 3.2.2 RHDα和AHL合成酶基因系统发育树分析 | 第61-63页 |
| 3.2.3 环境中具有降解PAHs和产AHL双重功能的菌株筛选分离 | 第63-66页 |
| 3.2.4 Sphingomonadales产AHL分析 | 第66-68页 |
| 3.3 本章小结 | 第68-70页 |
| 4 缺氧环境对菌株X097 AHL合成酶基因活性表达的影响 | 第70-92页 |
| 4.1 实验材料与方法 | 第70-75页 |
| 4.1.1 主要试剂和仪器 | 第70-71页 |
| 4.1.2 实验菌株及其培养条件 | 第71-72页 |
| 4.1.3 X097基因组测序及E.adhaerens QS系统组成基因注释 | 第72页 |
| 4.1.4 根瘤菌科AHL合成酶基因多样性调研和系统发育树分析 | 第72-73页 |
| 4.1.5 AHL合成酶基因体外原核表达 | 第73页 |
| 4.1.6 AHL合成酶蛋白质三级结构预测 | 第73-74页 |
| 4.1.7 AHL信号分子TLC和GC-MS分析 | 第74页 |
| 4.1.8 X097生长方式及细胞收集时期确定 | 第74页 |
| 4.1.9 荧光定量PCR实验 | 第74-75页 |
| 4.1.10 基因序列号 | 第75页 |
| 4.2 研究结果与讨论 | 第75-89页 |
| 4.2.1 根瘤菌科细菌AHL合成酶基因丰度与多样性分析 | 第75-78页 |
| 4.2.2 三株Ensifer adhaerens群体感应系统基因组成多样性分析 | 第78-80页 |
| 4.2.3 X097 AHL合成酶体外表达产AHL分析 | 第80-84页 |
| 4.2.4 AHL合成酶蛋白质三级结构预测 | 第84-85页 |
| 4.2.5 缺氧环境对X097合成AHL和AHL合成酶基因表达量的影响 | 第85-89页 |
| 4.3 本章小结 | 第89-92页 |
| 5 缺氧环境对菌株US6-1 AHL合成酶基因活性表达的影响及影响机制 | 第92-120页 |
| 5.1 实验材料与方法 | 第92-100页 |
| 5.1.1 主要试剂和仪器 | 第92-93页 |
| 5.1.2 质粒、实验菌株及其培养条件 | 第93页 |
| 5.1.3 AHL合成酶基因原核表达 | 第93页 |
| 5.1.4 AHL信号分子萃取与检测 | 第93页 |
| 5.1.5 AHL信号分子的TLC和LC-MS/MS鉴定 | 第93-94页 |
| 5.1.6 振荡与静置培养条件下US6-1生长曲线测定 | 第94-95页 |
| 5.1.7 振荡培养条件下US6-1对3-OH-C8与C8-HSL的降解检测 | 第95页 |
| 5.1.8 振荡与静置培养条件下US6-1细胞SAM含量测定 | 第95-96页 |
| 5.1.9 振荡与静置培养条件下US6-1细胞NAD/NADH比值测定 | 第96-97页 |
| 5.1.10 转录组测序与荧光定量PCR实验 | 第97-98页 |
| 5.1.11 目的基因敲除 | 第98-99页 |
| 5.1.12 菲降解率测定 | 第99-100页 |
| 5.2 研究结果与讨论 | 第100-117页 |
| 5.2.1 US6-1 AHL合成酶基因原核表达与体外产AHL鉴定 | 第100-102页 |
| 5.2.2 缺氧环境对US6-1合成AHL的影响 | 第102-104页 |
| 5.2.3 缺氧环境对US6-1细胞NAD/NADH和SAM含量的影响 | 第104-106页 |
| 5.2.4 US6-1对AHL的降解利用 | 第106-107页 |
| 5.2.5 缺氧环境对US6-1 novI和novR基因表达的影响 | 第107-109页 |
| 5.2.6 缺氧环境下氧气响应因子fnr敲除对US6-1合成AHL的影响 | 第109-111页 |
| 5.2.7 缺氧环境下氧气响应因子hk敲除对US6-1合成AHL的影响 | 第111-113页 |
| 5.2.8 由转录组数据预测的缺氧环境下可能影响US6-1产AHL的因素 | 第113-114页 |
| 5.2.9 缺氧环境下由于novI的调控而出现显著性表达量差异的基因统计 | 第114-117页 |
| 5.2.10 缺氧环境下novI基因缺失对US6-1降解菲的影响 | 第117页 |
| 5.3 本章小结 | 第117-120页 |
| 6 研究结论、创新点及展望 | 第120-124页 |
| 6.1 研究结论 | 第120-122页 |
| 6.2 创新点 | 第122页 |
| 6.3 展望 | 第122-124页 |
| 参考文献 | 第124-141页 |
| 附录 | 第141-148页 |
| 作者简历及攻读博士期间发表论文情况 | 第148-149页 |
