| 摘要 | 第4-7页 |
| ABSTRACT | 第7-10页 |
| 缩略词表 | 第14-16页 |
| 前言 | 第16-18页 |
| 1 材料与方法 | 第18-34页 |
| 1.1 主要实验器材 | 第18页 |
| 1.2 主要实验材料 | 第18-20页 |
| 1.2.1 细胞系及细胞培养 | 第18-19页 |
| 1.2.2 药物及试剂 | 第19-20页 |
| 1.2.3 实验动物 | 第20页 |
| 1.3 主要试剂的配制 | 第20-22页 |
| 1.4 实验方法 | 第22-34页 |
| 1.4.1 肝癌阿霉素耐药细胞HepG2/ADR/62.5nM的培养方法 | 第22页 |
| 1.4.2 HepG2/ADR/62.5nM细胞耐药倍数测定 | 第22-23页 |
| 1.4.3 MTS法测定细胞增殖 | 第23页 |
| 1.4.4 HepG2细胞和HepG2/ADR/62.5nM细胞形态学比较 | 第23-24页 |
| 1.4.5 HepG2细胞和HepG2/ADR/62.5nM细胞生长曲线的绘制方法 | 第24页 |
| 1.4.6 流式细胞术分析细胞周期 | 第24页 |
| 1.4.7 流式细胞术分析HepG2/ADR/62.5nM细胞的药物外排能力 | 第24-25页 |
| 1.4.8 细胞总RNA的提取 | 第25页 |
| 1.4.9 反转录 | 第25-26页 |
| 1.4.10 实时定量PCR做法 | 第26-28页 |
| 1.4.11 Western-blot检测方法 | 第28-30页 |
| 1.4.12 裸鼠异种移植瘤皮下接种 | 第30页 |
| 1.4.13 过表达HSF1的表达载体构建 | 第30-31页 |
| 1.4.14 细胞转染方法 | 第31页 |
| 1.4.15 慢病毒介导的稳定感染细胞方法 | 第31页 |
| 1.4.16 荧光素酶报告基因检测方法 | 第31-32页 |
| 1.4.17 shRNA载体构建 | 第32-33页 |
| 1.4.18 统计学方法 | 第33-34页 |
| 2 实验结果 | 第34-54页 |
| 2.1 阿霉素耐药的肝母细胞癌细胞株HepG2/ADR/62.5nM的建立及鉴定 | 第34-43页 |
| 2.1.1 HepG2/ADR/62.5nM细胞的建立 | 第34页 |
| 2.1.2 HepG2/ADR/62.5nM细胞对阿霉素的抗性增强 | 第34-35页 |
| 2.1.3 HepG2/ADR/62.5nM细胞的一般生物学特征鉴定 | 第35-37页 |
| 2.1.4 HepG2/ADR/62.5nM细胞获得多药耐药表型 | 第37-39页 |
| 2.1.5 HepG2/ADR/62.5nM细胞获得CSC样表型 | 第39-41页 |
| 2.1.6 HepG2/ADR/62.5nM细胞的Erk1/2和Stat3信号异常活化 | 第41-43页 |
| 2.2 HSF1活化在HepG2/ADR/62.5nM细胞耐药中的作用及机制 | 第43-49页 |
| 2.2.1 HSF1和HSPs在HepG2/ADR/62.5nM细胞中的表达模式 | 第44-47页 |
| 2.2.2 HSF1促进HepG2细胞对阿霉素耐药 | 第47-48页 |
| 2.2.3 HSF1活化促进HepG2/ADR/62.5nM细胞的多药耐药表型的形成 | 第48-49页 |
| 2.3 敲减HSF1对HepG2/ADR/62.5nM细胞耐药相关表型的影响 | 第49-54页 |
| 2.3.1 敲减HSF1不能逆转HepG2/ADR/62.5nM细胞的周期阻滞 | 第49-50页 |
| 2.3.2 敲减HSF1下调HSP27的表达,不能促进HepG2/ADR/62.5nM细胞凋亡 | 第50-51页 |
| 2.3.3 敲减HSF1不能逆转HepG2/ADR/62.5nM细胞的阿霉素抗性 | 第51页 |
| 2.3.4 敲减HSF1不能逆转HepG2/ADR/62.5nM细胞多药耐药 | 第51-52页 |
| 2.3.5 敲减HSF1抑制HepG2/ADR/62.5nM细胞中ERK1/2活性 | 第52-53页 |
| 2.3.6 敲减HSF1不能逆转HepG2/ADR/62.5nM的CSC相关表型 | 第53-54页 |
| 3 讨论 | 第54-56页 |
| 结论 | 第56-58页 |
| 参考文献 | 第58-60页 |
| 综述 | 第60-70页 |
| 参考文献 | 第65-70页 |
| 致谢 | 第70-72页 |
| 在读期间参加的学术活动及研究成果 | 第72-73页 |
