| 摘要 | 第6-8页 |
| abstract | 第8-10页 |
| 第一章 文献综述 | 第16-33页 |
| 1.1 BPA简介 | 第16-19页 |
| 1.1.1 BPA的污染现状 | 第16-18页 |
| 1.1.2 BPA的摄取、蓄积与体内代谢 | 第18-19页 |
| 1.2 BPA的危害 | 第19-22页 |
| 1.2.1 BPA的生殖危害 | 第20-21页 |
| 1.2.2 BPA的胚胎发育毒性 | 第21页 |
| 1.2.3 BPA的传代效应 | 第21页 |
| 1.2.4 BPA的其它危害 | 第21-22页 |
| 1.3 稀有鮈鲫的胚胎发育 | 第22-23页 |
| 1.4 硬骨鱼的性别决定与性腺分化 | 第23-24页 |
| 1.4.1 硬骨鱼的性别决定 | 第23-24页 |
| 1.4.2 硬骨鱼的性腺分化 | 第24页 |
| 1.5 稀有鮈鲫的性腺发育 | 第24-26页 |
| 1.5.1 稀有鮈鲫简介 | 第24-25页 |
| 1.5.2 卵巢发育 | 第25页 |
| 1.5.3 精巢发育 | 第25-26页 |
| 1.6 性激素合成途径 | 第26-27页 |
| 1.7 表观遗传修饰 | 第27-32页 |
| 1.7.1 DNA甲基化 | 第27-28页 |
| 1.7.2 组蛋白翻译后修饰 | 第28-29页 |
| 1.7.3 非编码RNA | 第29页 |
| 1.7.4 表观遗传信息的遗传 | 第29-31页 |
| 1.7.5 BPA与表观遗传修饰 | 第31-32页 |
| 1.8 选题的目的和意义 | 第32-33页 |
| 第二章 BPA对稀有鮈鲫性腺全基因组DNA及cyp19a1a基因甲基化的影响 | 第33-45页 |
| 2.1 引言 | 第33页 |
| 2.2 实验材料 | 第33-34页 |
| 2.2.1 稀有鮈鲫 | 第33页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第33-34页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第34页 |
| 2.3 实验方法 | 第34-38页 |
| 2.3.1 BPA暴露实验与样品采集 | 第34页 |
| 2.3.2 cyp19a1a基因5’侧翼区甲基化位点的选择 | 第34页 |
| 2.3.3 全基因组DNA的提取 | 第34页 |
| 2.3.4 全基因组DNA甲基化水平检测 | 第34-35页 |
| 2.3.5 cyp19a1a基因DNA甲基化的测定 | 第35-36页 |
| 2.3.6 总RNA提取和反转录 | 第36-37页 |
| 2.3.7 实时定量PCR | 第37页 |
| 2.3.8 数据分析 | 第37-38页 |
| 2.4 结果与分析 | 第38-42页 |
| 2.4.1 cyp19a1a启动子区分析结果 | 第38页 |
| 2.4.2 全基因组DNA甲基化水平 | 第38-39页 |
| 2.4.3 稀有鮈鲫性腺dnmts的差异表达 | 第39-40页 |
| 2.4.4 BPA对稀有鮈鲫性腺dnmts的转录表达影响 | 第40页 |
| 2.4.5 BPA对cyp19a1aDNA甲基化水平的影响 | 第40-41页 |
| 2.4.6 BPA对稀有鮈鲫性腺cyp19a1a基因表达的影响 | 第41-42页 |
| 2.4.7 cyp19a1a基因表达和DNA甲基化的关系 | 第42页 |
| 2.5 讨论 | 第42-44页 |
| 2.6 小结 | 第44-45页 |
| 第三章 BPA影响稀有鮈鲫卵巢发育的甲基化调控机制 | 第45-64页 |
| 3.1 引言 | 第45页 |
| 3.2 实验材料 | 第45-46页 |
| 3.2.1 稀有鮈鲫 | 第45页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第45-46页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第46页 |
| 3.3 实验方法 | 第46-52页 |
| 3.3.1 BPA暴露实验与样品采集 | 第46页 |
| 3.3.2 组织病理切片及HE染色 | 第46页 |
| 3.3.3 雌二醇E2和睾酮T的水平检测 | 第46页 |
| 3.3.4 总RNA提取和反转录 | 第46-47页 |
| 3.3.5 实时定量PCR | 第47页 |
| 3.3.6 DNA提取及全基因组DNA甲基化检测 | 第47-48页 |
| 3.3.7 核蛋白提取和WB | 第48页 |
| 3.3.8 类固醇合成相关基因DNA甲基化的测定 | 第48-52页 |
| 3.3.9 染色质免疫共沉淀(CHIP) | 第52页 |
| 3.3.10 数据分析 | 第52页 |
| 3.4 结果与分析 | 第52-60页 |
| 3.4.1 BPA对稀有鮈鲫生物学指标以及卵巢组织学的影响 | 第52-54页 |
| 3.4.2 BPA对卵巢中E2和T水平的影响 | 第54-55页 |
| 3.4.3 BPA对类固醇合成相关基因表达的影响 | 第55页 |
| 3.4.4 卵巢中全基因组DNA甲基化水平的变化 | 第55-56页 |
| 3.4.5 BPA对卵巢组蛋白甲基化水平的影响 | 第56-57页 |
| 3.4.6 甲基转移酶基因的转录表达变化 | 第57页 |
| 3.4.7 BPA对类固醇合成相关基因DNA甲基化水平的影响 | 第57-58页 |
| 3.4.8 稀有鮈鲫卵巢中类固醇合成相关基因H3K9me3水平的变化 | 第58-60页 |
| 3.5 讨论 | 第60-63页 |
| 3.6 小结 | 第63-64页 |
| 第四章 BPA暴露对稀有鮈鲫精巢DNA甲基化和组蛋白甲基化的影响 | 第64-79页 |
| 4.1 引言 | 第64页 |
| 4.2 实验材料 | 第64-65页 |
| 4.2.1 稀有鮈鲫 | 第64页 |
| 4.2.2 实验试剂 | 第64页 |
| 4.2.3 实验仪器 | 第64-65页 |
| 4.3 实验方法 | 第65-68页 |
| 4.3.1 BPA暴露实验与样品采集 | 第65页 |
| 4.3.2 组织病理切片及HE染色 | 第65页 |
| 4.3.3 核蛋白提取和WB | 第65-66页 |
| 4.3.4 DNA提取及全基因组DNA甲基化检测 | 第66页 |
| 4.3.5 免疫组化(IHC) | 第66页 |
| 4.3.6 总RNA提取、反转录和实时定量PCR | 第66-67页 |
| 4.3.7 精子活力、密度以及受精能力检测 | 第67-68页 |
| 4.3.8 数据分析 | 第68页 |
| 4.4 结果与分析 | 第68-76页 |
| 4.4.1 BPA对稀有鮈鲫雄鱼生物学指标以及精巢组织学的影响 | 第68-69页 |
| 4.4.2 稀有鮈鲫精巢全基因组DNA甲基化水平 | 第69-70页 |
| 4.4.3 稀有鮈鲫精巢中5-mC的分布情况 | 第70页 |
| 4.4.4 精巢DNA甲基转移酶基因的转录表达变化 | 第70-71页 |
| 4.4.5 精巢中全基因组组蛋白甲基化水平 | 第71-72页 |
| 4.4.6 精巢中组蛋白甲基化修饰的分布 | 第72-74页 |
| 4.4.7 精巢组蛋白甲基转移酶基因的转录表达变化 | 第74-75页 |
| 4.4.8 稀有鮈鲫雄鱼肝脏、精巢和精子中的核蛋白表达鉴定分析 | 第75-76页 |
| 4.4.9 BPA对稀有鮈鲫精子密度、活力以及受精能力的影响 | 第76页 |
| 4.5 讨论 | 第76-78页 |
| 4.6 小结 | 第78-79页 |
| 第五章 亲鱼BPA暴露对稀有鮈鲫子代胚胎及成鱼性腺发育的影响 | 第79-92页 |
| 5.1 引言 | 第79页 |
| 5.2 实验材料 | 第79页 |
| 5.2.1 稀有鮈鲫 | 第79页 |
| 5.2.2 实验试剂 | 第79页 |
| 5.2.3 实验仪器 | 第79页 |
| 5.3 实验方法 | 第79-82页 |
| 5.3.1 稀有鮈鲫亲鱼暴露实验 | 第79-80页 |
| 5.3.2 人工繁殖 | 第80页 |
| 5.3.4 亲鱼产卵率、产卵数及卵径检测 | 第80页 |
| 5.3.5 胚胎受精率、尾部自主运动及心率检测 | 第80页 |
| 5.3.6 胚胎孵化时间及孵化率检测 | 第80-81页 |
| 5.3.7 初孵仔鱼形态学观察 | 第81页 |
| 5.3.8 5月龄F1代的生物学指标检测、性别鉴定及性腺取样 | 第81页 |
| 5.3.9 组织切片及HE染色 | 第81页 |
| 5.3.10 总RNA提取和反转录 | 第81页 |
| 5.3.11 实时荧光定量PCR | 第81-82页 |
| 5.3.12 数据分析 | 第82页 |
| 5.4 结果与分析 | 第82-89页 |
| 5.4.1 BPA暴露对稀有鮈鲫雌鱼产卵率、产卵数及卵子直径的影响 | 第82-83页 |
| 5.4.2 BPA对F1代胚胎受精率、尾部自主运动及心率的影响 | 第83-85页 |
| 5.4.3 F1代稀有鮈鲫的胚胎孵化时间及孵化率 | 第85页 |
| 5.4.4 F1代稀有鮈鲫畸形类型及畸形率 | 第85-86页 |
| 5.4.5 BPA暴露亲鱼后其F1代稀有鮈鲫性别比例 | 第86页 |
| 5.4.6 5月龄F1代稀有鮈鲫的生物学指标分析 | 第86-87页 |
| 5.4.7 5月龄F1代稀有鮈鲫性腺的组织病理学分析 | 第87-88页 |
| 5.4.8 5月龄F1代稀有鮈鲫性腺类固醇合成相关基因的转录表达变化 | 第88-89页 |
| 5.5 讨论 | 第89-91页 |
| 5.6 小结 | 第91-92页 |
| 第六章 BPA暴露亲鱼后抑制稀有鮈鲫子代卵巢发育的甲基化调控机制 | 第92-103页 |
| 6.1 引言 | 第92页 |
| 6.2 实验材料 | 第92-93页 |
| 6.2.1 F1代稀有鮈鲫 | 第92页 |
| 6.2.2 实验试剂 | 第92页 |
| 6.2.3 实验仪器 | 第92-93页 |
| 6.3 实验方法 | 第93-94页 |
| 6.3.1 样品采集 | 第93页 |
| 6.3.2 总RNA提取和反转录 | 第93页 |
| 6.3.3 实时定量PCR | 第93页 |
| 6.3.4 DNA提取及全基因组DNA甲基化检测 | 第93-94页 |
| 6.3.5 核蛋白提取和WB | 第94页 |
| 6.3.6 类固醇合成相关基因DNA甲基化的测定 | 第94页 |
| 6.3.7 染色质免疫共沉淀(CHIP) | 第94页 |
| 6.3.8 数据分析 | 第94页 |
| 6.4 结果与分析 | 第94-99页 |
| 6.4.1 F1代稀有鮈鲫卵巢中基因组DNA甲基化和组蛋白甲基化水平的变化 | 第94-95页 |
| 6.4.2 F1代稀有鮈鲫卵巢中dnmts基因的转录表达变化 | 第95页 |
| 6.4.3 F1代卵巢组蛋白甲基转移酶基因的转录表达变化 | 第95-96页 |
| 6.4.4 F1卵巢中重要类固醇合成相关基因的DNA甲基化水平 | 第96-97页 |
| 6.4.5 F1代稀有鮈鲫卵巢中H3K4me3、H3K9me3和H3K27me3修饰位点的筛选鉴定 | 第97-98页 |
| 6.4.6 F1代卵巢中类固醇合成相关基因组蛋白甲基化水平 | 第98-99页 |
| 6.5 讨论 | 第99-101页 |
| 6.6 小结 | 第101-103页 |
| 结论及创新点 | 第103-104页 |
| 参考文献 | 第104-120页 |
| 附录 | 第120-130页 |
| 致谢 | 第130-131页 |
| 作者简介 | 第131-132页 |
