提要 | 第4-6页 |
中文摘要 | 第6-15页 |
abstract | 第15-26页 |
第1章 文献综述 | 第36-50页 |
1.1 以MUC1为靶点的肿瘤疫苗 | 第36-37页 |
1.2 重组MUC1-MBP融合蛋白疫苗 | 第37页 |
1.3 CpG ODN | 第37-40页 |
1.3.1 CpG对DC细胞的作用 | 第38-39页 |
1.3.2 基于CpG免疫治疗的新方案 | 第39页 |
1.3.3 CpG作为疫苗佐剂的临床应用 | 第39-40页 |
1.4 MF59 | 第40-43页 |
1.4.1 MF59作用机制 | 第40-43页 |
1.4.2 MF59作为佐剂的临床应用 | 第43页 |
1.5 MF59与CpG联合应用 | 第43-45页 |
1.5.1 MF59与CpG联合在病毒领域的应用 | 第43-44页 |
1.5.2 MF59与CpG联合在肿瘤领域的应用 | 第44页 |
1.5.3 MF59与CpG联合的机理研究 | 第44-45页 |
1.6 树突状细胞 | 第45-46页 |
1.7 本实验设计思路及主要研究内容 | 第46-50页 |
1.7.1 本课题设计思路 | 第46页 |
1.7.2 本课题研究的具体内容 | 第46-49页 |
1.7.3 本课题的特色 | 第49-50页 |
第2章 MF59/CpG 1826联合重组MUC1-MBP融合蛋白诱导的免疫活性研究 | 第50-72页 |
2.1 实验材料 | 第50-53页 |
2.1.1 实验动物 | 第50页 |
2.1.2 实验试剂和耗材 | 第50-51页 |
2.1.3 主要试剂的配置 | 第51-52页 |
2.1.4 主要实验仪器 | 第52-53页 |
2.2 主要实验方法 | 第53-58页 |
2.2.1 MF59的制备 | 第53-54页 |
2.2.2 实验动物分组与免疫 | 第54页 |
2.2.3 B16-MUC1细胞的复苏、传代培养及鉴定 | 第54-55页 |
2.2.4 用于ELISA检测MUC1特异性抗体的血清的制备 | 第55页 |
2.2.5 免疫小鼠脾淋巴细胞的分离培养 | 第55-56页 |
2.2.6 免疫小鼠脾细胞NK杀伤活性的检测 | 第56页 |
2.2.7 免疫小鼠脾细胞MUC1特异性CTL杀伤活性的检测 | 第56-57页 |
2.2.8 MUC1特异性抗体及抗体亚型的ELISA检测(IgG,IgG1,IgG2c) | 第57页 |
2.2.9 Quantibody?芯片检测细胞因子 | 第57-58页 |
2.2.10 统计学分析 | 第58页 |
2.3 实验结果 | 第58-69页 |
2.3.1 MF59粒径的检测 | 第58-59页 |
2.3.2 流式细胞仪鉴定B16-MUC1细胞中MUC1的表达 | 第59页 |
2.3.3 CpG1826联合MUC1-MBP疫苗配伍不同佐剂的免疫活性 | 第59-68页 |
2.3.4 CpG1826联合MUC1-MBP疫苗配伍不同佐剂对小鼠杀伤活性的影响 | 第68-69页 |
2.4 讨论 | 第69-71页 |
2.5 小结 | 第71-72页 |
第3章 复合佐剂MF59/CpG1826联合MUC1-MBP疫苗的抗黑色素瘤作用研究 | 第72-88页 |
3.1 实验材料 | 第72-74页 |
3.1.1 实验动物 | 第72页 |
3.1.2 实验试剂和耗材 | 第72页 |
3.1.3 主要试剂的配置 | 第72-73页 |
3.1.4 实验主要仪器 | 第73-74页 |
3.2 实验方法 | 第74-77页 |
3.2.1 MUC1-MBP蛋白疫苗的鉴定 | 第74-75页 |
3.2.2 抗肿瘤实验动物分组与免疫 | 第75页 |
3.2.3 预防性荷瘤鼠模型的建立 | 第75页 |
3.2.4 治疗性荷瘤鼠模型的建立 | 第75-76页 |
3.2.5 肿瘤的监测 | 第76页 |
3.2.6 脾细胞的分离培养 | 第76页 |
3.2.7 荷瘤鼠抗肿瘤实验血清的分离 | 第76页 |
3.2.8 MUC1特异性抗体及抗体亚型的ELISA检测(IgG,IgG1,IgG2c) | 第76-77页 |
3.2.9 免疫小鼠脾细胞分泌细胞因子的检测 | 第77页 |
3.2.10 WST-1检测细胞增殖 | 第77页 |
3.2.11 统计学分析 | 第77页 |
3.3 实验结果 | 第77-85页 |
3.3.1 MF59/CpG1826联合MUC1-MBP具有明显的抗肿瘤作用 | 第77-81页 |
3.3.2 复合佐剂MF59/CpG1826联合MUC1-MBP对荷瘤鼠生存期的影响 | 第81-85页 |
3.4 讨论 | 第85-86页 |
3.5 小结 | 第86-88页 |
第4章 MF59对CpG1826在DC细胞内的摄取、局部滞留及细胞定位的影响 | 第88-100页 |
4.1 实验材料 | 第88-90页 |
4.1.1 实验动物 | 第88页 |
4.1.2 实验试剂 | 第88-89页 |
4.1.3 主要试剂的配制 | 第89-90页 |
4.1.4 主要实验仪器 | 第90页 |
4.2 实验方法 | 第90-92页 |
4.2.1 流式细胞仪检测复合佐剂MF59/CpG1826对DC摄取的影响 | 第90-91页 |
4.2.2 荧光显微镜观察复合佐剂MF59/CpG1826对DC摄取的影响 | 第91页 |
4.2.3 小动物活体成像追踪CpG1826的迁移和在淋巴结局部的滞留情况 | 第91页 |
4.2.4 小动物活体成像追踪MUC1-MBP迁移和在淋巴结局部的 | 第91页 |
4.2.5 免疫荧光实验中小鼠淋巴结冰冻切片的制作 | 第91-92页 |
4.2.6 统计学分析 | 第92页 |
4.3 实验结果 | 第92-97页 |
4.3.1 流式细胞仪检测MF59/CpG1826对BMDC细胞摄取能力的影响 | 第92-93页 |
4.3.2 荧光显微镜观察MF59/CpG1826对BMDC细胞摄取能力的影响 | 第93-94页 |
4.3.3 小动物活体成像追踪CpG1826和MUC1-MBP在免疫注射部位淋巴结的局部滞留 | 第94-96页 |
4.3.4 MF59/CpG1826共定位于淋巴结内的DC和T细胞 | 第96-97页 |
4.4 讨论 | 第97-99页 |
4.5 小结 | 第99-100页 |
第5章 复合佐剂MF59/CpG1826联合MUC1-MBP通过促进树突状细胞成熟诱导CD4~+T细胞向Th1细胞活化 | 第100-118页 |
5.1 实验材料 | 第100-102页 |
5.1.1 实验动物 | 第100页 |
5.1.2 实验试剂 | 第100-101页 |
5.1.3 主要试剂的配制 | 第101页 |
5.1.4 主要实验仪器 | 第101-102页 |
5.2 主要实验方法 | 第102-104页 |
5.2.1 体内实验动物分组与免疫 | 第102页 |
5.2.2 小鼠淋巴结的分离 | 第102页 |
5.2.3 小鼠脾细胞的分离和CD4~+T细胞的分选 | 第102-103页 |
5.2.4 小鼠骨髓BMDC的分离培养 | 第103页 |
5.2.5 BMDC体外刺激实验 | 第103页 |
5.2.6 BMDC与CD4~+T细胞的共培养 | 第103页 |
5.2.7 流式细胞仪检测淋巴结及BMDC表面CD40、CD80、CD86、CCR7、MHCΙ和MHCⅡ分子的表达 | 第103-104页 |
5.2.8 ELISA检测不同佐剂刺激BMDCIL-12p70的分泌 | 第104页 |
5.2.9 ELISA检测不同刺激的BMDC与CD4~+T细胞共培养上清中IFN-γ和IL-4的表达 | 第104页 |
5.2.10 不同佐剂刺激对共培养的BMDC-CD4~+T细胞增殖的影响 | 第104页 |
5.2.11 统计学分析 | 第104页 |
5.3 实验结果 | 第104-114页 |
5.3.1 MF59/CpG1826促进树突状细胞成熟 | 第104-109页 |
5.3.2 MF59/CpG1826促进CD4~+T细胞向Th1细胞活化 | 第109-111页 |
5.3.3 MF59/CpG1826联合MUC1-MBP促进淋巴结DC的成熟 | 第111-114页 |
5.4 讨论 | 第114-116页 |
5.5 小结 | 第116-118页 |
第6章 MF59联合CpG1826通过下调IL-6部分促进树突状细胞成熟 | 第118-136页 |
6.1 实验材料 | 第118-120页 |
6.2 实验方法 | 第120-126页 |
6.3 实验结果 | 第126-133页 |
6.4 讨论 | 第133-135页 |
6.5 小结 | 第135-136页 |
结论 | 第136-138页 |
参考文献 | 第138-152页 |
作者简介及在学期间所取得的科研成果 | 第152-154页 |
致谢 | 第154页 |