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MF59联合CpG ODN1826通过促进树突状细胞成熟增强重组MUC1-MBP融合蛋白疫苗的抗肿瘤活性研究

提要第4-6页
中文摘要第6-15页
abstract第15-26页
第1章 文献综述第36-50页
    1.1 以MUC1为靶点的肿瘤疫苗第36-37页
    1.2 重组MUC1-MBP融合蛋白疫苗第37页
    1.3 CpG ODN第37-40页
        1.3.1 CpG对DC细胞的作用第38-39页
        1.3.2 基于CpG免疫治疗的新方案第39页
        1.3.3 CpG作为疫苗佐剂的临床应用第39-40页
    1.4 MF59第40-43页
        1.4.1 MF59作用机制第40-43页
        1.4.2 MF59作为佐剂的临床应用第43页
    1.5 MF59与CpG联合应用第43-45页
        1.5.1 MF59与CpG联合在病毒领域的应用第43-44页
        1.5.2 MF59与CpG联合在肿瘤领域的应用第44页
        1.5.3 MF59与CpG联合的机理研究第44-45页
    1.6 树突状细胞第45-46页
    1.7 本实验设计思路及主要研究内容第46-50页
        1.7.1 本课题设计思路第46页
        1.7.2 本课题研究的具体内容第46-49页
        1.7.3 本课题的特色第49-50页
第2章 MF59/CpG 1826联合重组MUC1-MBP融合蛋白诱导的免疫活性研究第50-72页
    2.1 实验材料第50-53页
        2.1.1 实验动物第50页
        2.1.2 实验试剂和耗材第50-51页
        2.1.3 主要试剂的配置第51-52页
        2.1.4 主要实验仪器第52-53页
    2.2 主要实验方法第53-58页
        2.2.1 MF59的制备第53-54页
        2.2.2 实验动物分组与免疫第54页
        2.2.3 B16-MUC1细胞的复苏、传代培养及鉴定第54-55页
        2.2.4 用于ELISA检测MUC1特异性抗体的血清的制备第55页
        2.2.5 免疫小鼠脾淋巴细胞的分离培养第55-56页
        2.2.6 免疫小鼠脾细胞NK杀伤活性的检测第56页
        2.2.7 免疫小鼠脾细胞MUC1特异性CTL杀伤活性的检测第56-57页
        2.2.8 MUC1特异性抗体及抗体亚型的ELISA检测(IgG,IgG1,IgG2c)第57页
        2.2.9 Quantibody?芯片检测细胞因子第57-58页
        2.2.10 统计学分析第58页
    2.3 实验结果第58-69页
        2.3.1 MF59粒径的检测第58-59页
        2.3.2 流式细胞仪鉴定B16-MUC1细胞中MUC1的表达第59页
        2.3.3 CpG1826联合MUC1-MBP疫苗配伍不同佐剂的免疫活性第59-68页
        2.3.4 CpG1826联合MUC1-MBP疫苗配伍不同佐剂对小鼠杀伤活性的影响第68-69页
    2.4 讨论第69-71页
    2.5 小结第71-72页
第3章 复合佐剂MF59/CpG1826联合MUC1-MBP疫苗的抗黑色素瘤作用研究第72-88页
    3.1 实验材料第72-74页
        3.1.1 实验动物第72页
        3.1.2 实验试剂和耗材第72页
        3.1.3 主要试剂的配置第72-73页
        3.1.4 实验主要仪器第73-74页
    3.2 实验方法第74-77页
        3.2.1 MUC1-MBP蛋白疫苗的鉴定第74-75页
        3.2.2 抗肿瘤实验动物分组与免疫第75页
        3.2.3 预防性荷瘤鼠模型的建立第75页
        3.2.4 治疗性荷瘤鼠模型的建立第75-76页
        3.2.5 肿瘤的监测第76页
        3.2.6 脾细胞的分离培养第76页
        3.2.7 荷瘤鼠抗肿瘤实验血清的分离第76页
        3.2.8 MUC1特异性抗体及抗体亚型的ELISA检测(IgG,IgG1,IgG2c)第76-77页
        3.2.9 免疫小鼠脾细胞分泌细胞因子的检测第77页
        3.2.10 WST-1检测细胞增殖第77页
        3.2.11 统计学分析第77页
    3.3 实验结果第77-85页
        3.3.1 MF59/CpG1826联合MUC1-MBP具有明显的抗肿瘤作用第77-81页
        3.3.2 复合佐剂MF59/CpG1826联合MUC1-MBP对荷瘤鼠生存期的影响第81-85页
    3.4 讨论第85-86页
    3.5 小结第86-88页
第4章 MF59对CpG1826在DC细胞内的摄取、局部滞留及细胞定位的影响第88-100页
    4.1 实验材料第88-90页
        4.1.1 实验动物第88页
        4.1.2 实验试剂第88-89页
        4.1.3 主要试剂的配制第89-90页
        4.1.4 主要实验仪器第90页
    4.2 实验方法第90-92页
        4.2.1 流式细胞仪检测复合佐剂MF59/CpG1826对DC摄取的影响第90-91页
        4.2.2 荧光显微镜观察复合佐剂MF59/CpG1826对DC摄取的影响第91页
        4.2.3 小动物活体成像追踪CpG1826的迁移和在淋巴结局部的滞留情况第91页
        4.2.4 小动物活体成像追踪MUC1-MBP迁移和在淋巴结局部的第91页
        4.2.5 免疫荧光实验中小鼠淋巴结冰冻切片的制作第91-92页
        4.2.6 统计学分析第92页
    4.3 实验结果第92-97页
        4.3.1 流式细胞仪检测MF59/CpG1826对BMDC细胞摄取能力的影响第92-93页
        4.3.2 荧光显微镜观察MF59/CpG1826对BMDC细胞摄取能力的影响第93-94页
        4.3.3 小动物活体成像追踪CpG1826和MUC1-MBP在免疫注射部位淋巴结的局部滞留第94-96页
        4.3.4 MF59/CpG1826共定位于淋巴结内的DC和T细胞第96-97页
    4.4 讨论第97-99页
    4.5 小结第99-100页
第5章 复合佐剂MF59/CpG1826联合MUC1-MBP通过促进树突状细胞成熟诱导CD4~+T细胞向Th1细胞活化第100-118页
    5.1 实验材料第100-102页
        5.1.1 实验动物第100页
        5.1.2 实验试剂第100-101页
        5.1.3 主要试剂的配制第101页
        5.1.4 主要实验仪器第101-102页
    5.2 主要实验方法第102-104页
        5.2.1 体内实验动物分组与免疫第102页
        5.2.2 小鼠淋巴结的分离第102页
        5.2.3 小鼠脾细胞的分离和CD4~+T细胞的分选第102-103页
        5.2.4 小鼠骨髓BMDC的分离培养第103页
        5.2.5 BMDC体外刺激实验第103页
        5.2.6 BMDC与CD4~+T细胞的共培养第103页
        5.2.7 流式细胞仪检测淋巴结及BMDC表面CD40、CD80、CD86、CCR7、MHCΙ和MHCⅡ分子的表达第103-104页
        5.2.8 ELISA检测不同佐剂刺激BMDCIL-12p70的分泌第104页
        5.2.9 ELISA检测不同刺激的BMDC与CD4~+T细胞共培养上清中IFN-γ和IL-4的表达第104页
        5.2.10 不同佐剂刺激对共培养的BMDC-CD4~+T细胞增殖的影响第104页
        5.2.11 统计学分析第104页
    5.3 实验结果第104-114页
        5.3.1 MF59/CpG1826促进树突状细胞成熟第104-109页
        5.3.2 MF59/CpG1826促进CD4~+T细胞向Th1细胞活化第109-111页
        5.3.3 MF59/CpG1826联合MUC1-MBP促进淋巴结DC的成熟第111-114页
    5.4 讨论第114-116页
    5.5 小结第116-118页
第6章 MF59联合CpG1826通过下调IL-6部分促进树突状细胞成熟第118-136页
    6.1 实验材料第118-120页
    6.2 实验方法第120-126页
    6.3 实验结果第126-133页
    6.4 讨论第133-135页
    6.5 小结第135-136页
结论第136-138页
参考文献第138-152页
作者简介及在学期间所取得的科研成果第152-154页
致谢第154页

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