| 中文摘要 | 第4-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 缩略语对照表 | 第10-16页 |
| 第一章 绪论 | 第16-36页 |
| 第二章 EPO/EPOR高表达与NSCLC发生发展和患者的生存期相关 | 第36-45页 |
| 引言 | 第36页 |
| 2.1 实验材料 | 第36-38页 |
| 2.1.1 临床标本及组织芯片 | 第36页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第36-37页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第37页 |
| 2.1.4 主要试剂配制 | 第37-38页 |
| 2.2 实验方法 | 第38-39页 |
| 2.2.1 免疫组织化学 | 第38-39页 |
| 2.2.2 统计学分析 | 第39页 |
| 2.3 实验结果 | 第39-43页 |
| 2.3.1 EPO/EPOR共同表达于NSCLC肿瘤中，且与NSCLC的发生发展正相关 | 第39-41页 |
| 2.3.2 EPO/EPOR高表达与NSCLC患者生存期负相关 | 第41-43页 |
| 2.4 讨论 | 第43-45页 |
| 第三章 EPO/EPOR通过自分泌途径促进NSCLC发生发展 | 第45-63页 |
| 引言 | 第45页 |
| 3.1 实验材料 | 第45-48页 |
| 3.1.1 实验用血样、细胞及动物 | 第45-46页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第46-47页 |
| 3.1.3 实验仪器 | 第47-48页 |
| 3.1.4 主要试剂配制 | 第48页 |
| 3.2 实验方法 | 第48-53页 |
| 3.2.1 细胞培养 | 第48-49页 |
| 3.2.2 肿瘤细胞原代培养 | 第49页 |
| 3.2.3 酶联免疫吸附实验（ELISA） | 第49-50页 |
| 3.2.4 蛋白免疫印迹实验（WB） | 第50-51页 |
| 3.2.5 实施定量PCR实验（qRT-PCR） | 第51-52页 |
| 3.2.6 瞬时转染EPOR siRNA | 第52页 |
| 3.2.7 构建PDX小鼠模型 | 第52-53页 |
| 3.2.8 利用MTT实验检测EPO对非小细胞肺癌细胞增殖的作用 | 第53页 |
| 3.3 实验结果 | 第53-61页 |
| 3.3.1 EPO高表达NSCLC肿瘤组织可以分泌EPO | 第53-56页 |
| 3.3.2 肿瘤分泌的EPO同重组EPO类似，具有促进EPO/EPOR双阳性NSCLC细胞增殖的作用 | 第56-59页 |
| 3.3.3 EPO高表达肿瘤生长更快，EPOR激活水平更高 | 第59-61页 |
| 3.4 讨论 | 第61-63页 |
| 第四章 EPO/EPOR促进NSCLC增殖的分子机制研究 | 第63-86页 |
| 引言 | 第63页 |
| 4.1 实验材料 | 第63-66页 |
| 4.1.1 实验用细胞及动物 | 第63页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第63-64页 |
| 4.1.3 实验仪器 | 第64-65页 |
| 4.1.4 主要试剂配制 | 第65-66页 |
| 4.2 实验方法 | 第66-73页 |
| 4.2.1 细胞培养 | 第66页 |
| 4.2.2 流式细胞术检测EPO对非小细胞肺癌细胞凋亡的影响 | 第66页 |
| 4.2.3 利用Transwell实验检测EPO对非小细胞肺癌细胞迁移的影响 | 第66-67页 |
| 4.2.4 流式细胞术检测EPO对非小细胞肺癌细胞周期的影响 | 第67页 |
| 4.2.5 蛋白免疫印迹实验（WB） | 第67-69页 |
| 4.2.6 实时定量PCR（qRT-PCR） | 第69-70页 |
| 4.2.7 免疫共沉淀 | 第70页 |
| 4.2.8 构建Cyclin D1启动子截短体 | 第70-71页 |
| 4.2.9 激光共聚焦 | 第71-72页 |
| 4.2.10 报告基因实验 | 第72页 |
| 4.2.11 稳定转染EPOR shRNA细胞株 | 第72页 |
| 4.2.12 染色质免疫共沉淀 | 第72-73页 |
| 4.3 实验结果 | 第73-84页 |
| 4.3.1 EPO能够促进NSCLC细胞周期，对细胞凋亡和侵袭能力无明显作用 | 第73-76页 |
| 4.3.2 EPO/EPOR通过Jak2/STAT5a促进NSCLC细胞周期发展 | 第76-81页 |
| 4.3.3 STAT5a通过结合Cyclin D1启动子促进其转录活性 | 第81-84页 |
| 4.4 讨论 | 第84-86页 |
| 第五章 体内抑制EPO/EPOR信号对EPO/EPOR双阳性NSCLC的影响 | 第86-98页 |
| 引言 | 第86页 |
| 5.1 实验材料 | 第86-89页 |
| 5.1.1 实验用细胞及动物 | 第86页 |
| 5.1.2 实验试剂 | 第86-87页 |
| 5.1.3 实验仪器 | 第87-88页 |
| 5.1.4 主要试剂配制 | 第88-89页 |
| 5.2 实验方法 | 第89-91页 |
| 5.2.1 细胞培养 | 第89页 |
| 5.2.2 小鼠异种移植瘤模型构建 | 第89页 |
| 5.2.3 酶联免疫实验（ELISA） | 第89页 |
| 5.2.4 稳定转染sh EPOR细胞的构建 | 第89-90页 |
| 5.2.5 蛋白免疫印迹实验（WB） | 第90-91页 |
| 5.3 实验结果 | 第91-97页 |
| 5.3.1 局部应用EPO-NA能够抑制EPO/EPOR双阳性NSCLC细胞增殖，延长小鼠生存期 | 第91-93页 |
| 5.3.2 干涉EPOR表达能够抑制EPO/EPOR双阳性NSCLC细胞增殖，延长小鼠生存期 | 第93-97页 |
| 5.4 讨论 | 第97-98页 |
| 第六章 缺氧是导致NSCLC高表达EPO的主要因素 | 第98-108页 |
| 引言 | 第98页 |
| 6.1 实验材料 | 第98-101页 |
| 6.1.1 实验用临床组织标本及细胞 | 第98页 |
| 6.1.2 实验试剂 | 第98-99页 |
| 6.1.3 实验仪器 | 第99-100页 |
| 6.1.4 主要试剂配制 | 第100-101页 |
| 6.2 实验方法 | 第101-102页 |
| 6.2.1 细胞培养 | 第101页 |
| 6.2.2 蛋白免疫印迹实验（WB） | 第101-102页 |
| 6.2.3 实时定量PCR实验（qRT-PCR） | 第102页 |
| 6.2.4 免疫组织化学 | 第102页 |
| 6.3 实验结果 | 第102-106页 |
| 6.3.1 缺氧环境诱导EPO/EPOR双阳性NSCLC细胞中内源性EPO的表达 | 第102-104页 |
| 6.3.2 缺氧环境对EPO/EPOR/JAK2/STAT5/Cyclin D1信号通路的影响 | 第104-106页 |
| 6.4 讨论 | 第106-108页 |
| 小结 | 第108-110页 |
| 参考文献 | 第110-119页 |
| 致谢 | 第119-122页 |
| 攻读博士学位期间取得的科研成果 | 第122-124页 |
| 作者简介 | 第124页 |
