| 摘要 | 第4-6页 |
| ABSTRACT | 第6-7页 |
| 目录 | 第8-12页 |
| 縮写表 | 第12-14页 |
| 1 植物与磷营养关系 | 第14-38页 |
| 1.1 植物对磷元素的吸收和转运 | 第14-19页 |
| 1.1.1 磷在土壤中的存在状态 | 第14页 |
| 1.1.2 植物吸收和转运磷酸盐的模式 | 第14-15页 |
| 1.1.3 磷酸盐转运蛋白 | 第15-18页 |
| 1.1.4 磷转运子的调节 | 第18-19页 |
| 1.2 植物应对低磷的形态和生理学变化 | 第19-23页 |
| 1.2.1 低磷胁迫下植物根系形态变化 | 第19-20页 |
| 1.2.2 低磷胁迫下植物生理生化变化 | 第20-23页 |
| 1.3 植物低磷胁迫反应的信号转导 | 第23-33页 |
| 1.3.1 植物对磷信号的感知 | 第23-24页 |
| 1.3.2 低磷胁迫反应基因的鉴定 | 第24-25页 |
| 1.3.3 以PHR1为核心的低磷信号转录调控 | 第25-28页 |
| 1.3.4 其它转录因子调控的低磷信号途径 | 第28-30页 |
| 1.3.5 SUMOylation调控途径 | 第30页 |
| 1.3.6 microRNA调控的低磷信号转导 | 第30-33页 |
| 1.4 质膜H~+-ATPase与磷营养的关系 | 第33-38页 |
| 1.4.1 H~+-ATPase与磷酸盐的转运 | 第33-35页 |
| 1.4.2 质膜H~+-ATPase的活性调控 | 第35-38页 |
| 2 本研究的目的和意义 | 第38-40页 |
| 3 低磷诱导根际酸化缺失突变体prad的筛选及功能分析 | 第40-60页 |
| 3.1 前言 | 第40页 |
| 3.2 实验材料 | 第40-41页 |
| 3.2.1 植物材料 | 第40-41页 |
| 3.2.2 质粒载体和菌株 | 第41页 |
| 3.2.3 试剂 | 第41页 |
| 3.3 实验方法 | 第41-49页 |
| 3.3.1 酸化指示培养基的制备及表型筛选 | 第41-42页 |
| 3.3.2 酸化的定量检测 | 第42页 |
| 3.3.3 总磷含量的测定 | 第42页 |
| 3.3.4 花青素含量测定 | 第42-43页 |
| 3.3.5 拟南芥基因组DNA提取方法 | 第43页 |
| 3.3.6 TAIl-PCR克隆T-DNA插入侧翼序列 | 第43页 |
| 3.3.7 T-DNA插入纯合突变体的筛选 | 第43-44页 |
| 3.3.8 拟南芥总RNA的提取及cDNA第一链的合成 | 第44页 |
| 3.3.9 半定量RT-PCR检测基因表达 | 第44-45页 |
| 3.3.10 定量PCR检测基因表达 | 第45页 |
| 3.3.11 转基因回补植株的获得 | 第45-47页 |
| 3.3.12 PEG/Ca~(2+)介导的叶肉细胞原生质体转化 | 第47-48页 |
| 3.3.13 永久GFP融合蛋白转基因植株的获得 | 第48页 |
| 3.3.14 转Gus基因植物的获得 | 第48-49页 |
| 3.3.15 GUS染色及GUS活性定量检测 | 第49页 |
| 3.4 结果与分析 | 第49-56页 |
| 3.4.1 低磷胁迫下根际酸化缺失突变体的筛选 | 第49-51页 |
| 3.4.2 prad根际酸化表型和基因型的鉴定 | 第51-52页 |
| 3.4.3 转基因回补植株可以恢复突变体prad-1表型 | 第52-53页 |
| 3.4.4 prad在低磷胁迫时体内积累了较多花青素 | 第53页 |
| 3.4.5 PRAD在植物多个组织中表达,受低磷胁迫诱导 | 第53-54页 |
| 3.4.6 PRAD定位于细胞核中 | 第54-56页 |
| 3.5 讨论 | 第56-60页 |
| 4 钙调素结合蛋白PRAD与钙调素相互作用及转录活性分析 | 第60-80页 |
| 4.1 前言 | 第60-61页 |
| 4.2 实验材料 | 第61-62页 |
| 4.2.1 植物材料 | 第61页 |
| 4.2.2 质粒载体和菌株 | 第61页 |
| 4.2.3 试剂 | 第61-62页 |
| 4.3 实验方法 | 第62-69页 |
| 4.3.1 酵母双杂交检测蛋白质相互作用 | 第62-64页 |
| 4.3.2 双分子荧光互补检测蛋白互作 | 第64页 |
| 4.3.3 PRAD与CAMs的体外互作检测 | 第64-66页 |
| 4.3.4 PRAD的转录激活活性分析 | 第66-69页 |
| 4.4 结果与分析 | 第69-75页 |
| 4.4.1 PRAD与CAMs体外相互作用 | 第69页 |
| 4.4.2 PRAD与特定CAM体内互作 | 第69-71页 |
| 4.4.3 PRAD与CAMs在体外结合 | 第71页 |
| 4.4.4 CAM5增加了PRAD的转录激活活性 | 第71-74页 |
| 4.4.5 钙调素突变体cam5以及双突变体prad-1/cam5的酸化表型 | 第74页 |
| 4.4.6 cam5和prad-1/cam5在低磷条件下积累较多花青素 | 第74-75页 |
| 4.5 讨论 | 第75-80页 |
| 5 PRAD调控了AHA1的转录以及钙离子与低磷诱导根际酸化的关系 | 第80-94页 |
| 5.1 前言 | 第80-81页 |
| 5.2 实验材料 | 第81页 |
| 5.2.1 植物材料 | 第81页 |
| 5.2.2 试剂 | 第81页 |
| 5.3 实验方法 | 第81-83页 |
| 5.3.1 拟南芥水培及低磷胁迫处理 | 第81页 |
| 5.3.2 拟南芥总RNA的提取及cDNA第一链的合成 | 第81-82页 |
| 5.3.3 实时荧光定量PCR检测基因表达 | 第82页 |
| 5.3.4 质膜H~+-ATPase活性测定 | 第82-83页 |
| 5.3.5 GUS染色 | 第83页 |
| 5.3.6 Ca~(2+)探针YC3.6检测野生型植株细胞内钙离子浓度 | 第83页 |
| 5.4 结果与分析 | 第83-89页 |
| 5.4.1 质膜H~+-ATP酶参与PRAD调控的低磷诱导根际酸化反应 | 第84页 |
| 5.4.2 PRAD调控了H~+-ATPase编码基因AHA1的转录水平 | 第84-85页 |
| 5.4.3 突变体prad-1在低磷条件下质膜H~+-ATPase的相对活性降低 | 第85-86页 |
| 5.4.4 外源Ca~(2+)与低磷诱导的根际酸化的关系 | 第86-89页 |
| 5.5 讨论 | 第89-94页 |
| 6 全文结论 | 第94-96页 |
| 7 参考文献 | 第96-108页 |
| 致谢 | 第108页 |
