| 中文摘要 | 第4-7页 |
| Abstract | 第7-9页 |
| 目录 | 第10-15页 |
| 第一章 引言 | 第15-24页 |
| 1 活性氧的定义及来源 | 第15-16页 |
| 1.1 活性氧的定义 | 第15页 |
| 1.2 活性氧的来源及清除 | 第15-16页 |
| 2 活性氧与竹红菌素光动力诱导细胞凋亡 | 第16-20页 |
| 2.1 竹黄菌及其次生代谢产物的简介 | 第16-17页 |
| 2.2 竹黄菌药理活性研究进展 | 第17-18页 |
| 2.3 活性氧在光动力治疗机制中作用的研究进展 | 第18-20页 |
| 3 活性氧与拓扑异构酶抑制剂诱导细胞凋亡 | 第20-22页 |
| 3.1 拓扑异构酶抑制剂抗肿瘤机制研究进展 | 第20-21页 |
| 3.2 活性氧在拓扑异构酶抑制剂抗肿瘤作用的研究进展 | 第21-22页 |
| 4 本课题主要研究内容 | 第22-24页 |
| 第二章 竹红菌乙素诱导HEPG2细胞凋亡的研究 | 第24-31页 |
| 1 引言 | 第24页 |
| 2 实验试剂与仪器 | 第24-26页 |
| 2.1 实验试剂 | 第24-25页 |
| 2.2 主要仪器 | 第25-26页 |
| 3 实验对象 | 第26页 |
| 4 实验方法 | 第26-28页 |
| 4.1 细胞的复苏与培养 | 第26页 |
| 4.2 MTT 法检测 HepG2 细胞存活率 | 第26页 |
| 4.3 细胞形态观察 | 第26页 |
| 4.4 AO/EB 双染 | 第26-27页 |
| 4.5 Annexin V-FITC/PI 双染 | 第27页 |
| 4.6 流式细胞仪检测细胞的 Sub-G1 峰 | 第27页 |
| 4.7 统计分析 | 第27-28页 |
| 5 实验结果 | 第28-30页 |
| 5.1 HB 对 HepG2 细胞的光毒作用 | 第28页 |
| 5.2 HB 诱导 HepG2 细胞凋亡 | 第28-30页 |
| 6 讨论与小结 | 第30-31页 |
| 第三章 竹红菌乙素诱导的活性氧与HEPG2细胞凋亡的关系研究 | 第31-50页 |
| 1 引言 | 第31页 |
| 2 实验试剂与仪器 | 第31-32页 |
| 2.1 主要试剂及其溶液配制 | 第31-32页 |
| 2.2 主要仪器 | 第32页 |
| 3 实验对象 | 第32-33页 |
| 4 实验方法 | 第33-36页 |
| 4.1 活性氧的检测 | 第33-34页 |
| 4.2 Western blot 检测 iNOS、eNOS 蛋白水平 | 第34-35页 |
| 4.3 NOS 抑制剂对 HB 诱导的细胞毒的影响 | 第35页 |
| 4.4 iNOS 和 eNOS 抑制剂对 HB 诱导的细胞毒的影响 | 第35页 |
| 4.5 NO 清除剂或 NO 供体对 HB 诱导的细胞毒的影响 | 第35页 |
| 4.6 NOS 抑制剂、NO 清除剂和 NO 供体对 HB 诱导的细胞凋亡的影响 | 第35页 |
| 4.7 NOS 抑制剂、NO 清除剂和 NO 供体对 Sub-G1 峰的影响 | 第35页 |
| 4.8 Caspase 3、Caspase 9 酶活性检测 | 第35-36页 |
| 4.9 统计分析 | 第36页 |
| 5 实验结果 | 第36-49页 |
| 5.1 HB 诱导细胞内 H2O2，O2-和 NO 的产生 | 第36-39页 |
| 5.2 NAC 抑制胞内 H2O2 的产生，降低 HB 光毒性及细胞凋亡率 | 第39-41页 |
| 5.3 HB 诱导一氧化氮合酶表达上升 | 第41-42页 |
| 5.4 L-NMMA 抑制胞内 NO 的产生，增强 HB 光毒性和细胞凋亡率 | 第42-44页 |
| 5.5 HB 激活 caspase 水平 | 第44-45页 |
| 5.6 1400W 和 L-NAME 对 HB 光毒性的影响 | 第45-46页 |
| 5.7 L-NMMA 增加 HB 诱导的细胞内 H2O2的产生 | 第46-47页 |
| 5.8 cPTIO 和 SNP 对 HB 的光毒性和凋亡率的影响 | 第47-48页 |
| 5.9 cPTIO 和 SNP 对 caspase 的影响 | 第48-49页 |
| 6 讨论与小结 | 第49-50页 |
| 第四章 吡唑并吲哚类化合物GS-2诱导MDA-MB-231细胞凋亡的研究 | 第50-57页 |
| 1 引言 | 第50页 |
| 2 实验试剂与仪器 | 第50-51页 |
| 2.1 实验试剂 | 第50-51页 |
| 2.2 主要仪器 | 第51页 |
| 3 实验对象 | 第51页 |
| 4 实验方法 | 第51-53页 |
| 4.1 MTT 法检测 MDA-MB-231 细胞存活率 | 第51-52页 |
| 4.2 乳酸脱氢酶（LDH）细胞毒性检测 | 第52页 |
| 4.3 细胞形态观察 | 第52页 |
| 4.4 AO/EB 双染 | 第52页 |
| 4.5 单细胞凝胶电泳(SCGE)检测细胞凋亡 | 第52-53页 |
| 4.6 Caspase 3、Caspase 9 酶活性检测 | 第53页 |
| 4.7 统计分析 | 第53页 |
| 5 实验结果 | 第53-56页 |
| 5.1 GS-2 对 MDA-MB-231 细胞的细胞毒作用 | 第53页 |
| 5.2 MDA-MB-231 细胞凋亡核形态变化 | 第53-55页 |
| 5.3 单细胞凝胶电泳检测 MDA-MB-231 细胞凋亡 | 第55页 |
| 5.4 GS-2 激活 caspase 3 和 9 活性 | 第55-56页 |
| 6 讨论与小结 | 第56-57页 |
| 第五章 吡唑并吲哚类化合物GS-2诱导的活性氧与MDA-MB-231细胞凋亡关系的研究 | 第57-72页 |
| 1 引言 | 第57页 |
| 2 实验试剂与仪器 | 第57-58页 |
| 2.1 主要试剂及其溶液配制 | 第57-58页 |
| 2.2 主要仪器 | 第58页 |
| 3 实验对象 | 第58页 |
| 4 实验方法 | 第58-64页 |
| 4.1 活性氧的检测 | 第58页 |
| 4.2 抗氧化酶（SOD、CAT）活性检测 | 第58-60页 |
| 4.3 细胞内谷胱甘肽测定 | 第60页 |
| 4.4 NAC 对 GS-2 诱导的活性氧迸发的影响 | 第60页 |
| 4.5 NAC 对 GS-2 诱导的细胞毒作用的影响 | 第60-61页 |
| 4.6 NAC 对 GS-2 诱导的细胞凋亡的影响 | 第61页 |
| 4.7 NAC 对 GS-2 诱导的 DNA 损伤的影响 | 第61页 |
| 4.8 NAC 对 GS-2 诱导的线粒体膜电位下降的影响 | 第61页 |
| 4.9 NAC 对 GS-2 诱导的 caspase 3 和 9 酶活性的影响 | 第61页 |
| 4.10 RT-PCR 和 qPCR 检测 Top I 和 Top IIα mRNA 水平 | 第61-63页 |
| 4.11 统计分析 | 第63-64页 |
| 5 实验结果 | 第64-71页 |
| 5.1 GS-2 诱导 MDA-MB-231 细胞 ROS 的迸发 | 第64-65页 |
| 5.2 GS-2 引起抗氧化酶（SOD 和 CAT）活性升高 | 第65页 |
| 5.3 NAC 抑制 GS-2 诱导的 ROS 的迸发 | 第65页 |
| 5.4 NAC 抑制 GS-2 的细胞毒作用 | 第65-67页 |
| 5.5 NAC 抑制 GS-2 引起的 DNA 损伤 | 第67-68页 |
| 5.6 GS-2 和 ROS 对抑制 Top I 和 Top IIα的表达 | 第68-69页 |
| 5.7 NAC 抑制 GS-2 诱导的细胞凋亡 | 第69页 |
| 5.8 NAC 抑制 GS-2 诱导的线粒体膜电位下降 | 第69-70页 |
| 5.9 NAC 抑制 caspase 3 的酶活性 | 第70-71页 |
| 6 讨论与小结 | 第71-72页 |
| 论文总结与展望 | 第72-74页 |
| 参考文献 | 第74-82页 |
| 攻读学位期间发表的论文及成果 | 第82-83页 |
| 附录 | 第83-84页 |
| 致谢 | 第84-85页 |
