摘要 | 第4-6页 |
ABSTRACT | 第6-8页 |
缩略语 | 第11-12页 |
第一章 引言 | 第12-28页 |
1.1 miRNA的生物学特征 | 第12-17页 |
1.1.1 miRNA的特点 | 第12-13页 |
1.1.2 mi RNA与si RNA的区别 | 第13页 |
1.1.3 植物mi RNA与动物mi RNA的异同 | 第13-14页 |
1.1.4 mi RNA的发生和作用方式 | 第14-15页 |
1.1.5 参与mi RNA发生的蛋白 | 第15-16页 |
1.1.6 mi RNA靶基因的预测 | 第16-17页 |
1.1.7 mi RNA的起源和进化 | 第17页 |
1.2 miRNA与水稻的营养稳态 | 第17-19页 |
1.2.1 mi RNA与低磷胁迫 | 第18页 |
1.2.2 mi RNA与低硫胁迫 | 第18-19页 |
1.2.3 mi RNA与低氮胁迫 | 第19页 |
1.3 miRNA与非生物胁迫 | 第19-23页 |
1.3.1 mi RNA与干旱胁迫 | 第19-20页 |
1.3.2 mi RNA与温度胁迫 | 第20页 |
1.3.3 mi RNA与盐胁迫 | 第20-21页 |
1.3.4 mi RNA与镉胁迫 | 第21页 |
1.3.5 mi RNA与砷胁迫 | 第21-22页 |
1.3.6 mi RNA与铝胁迫 | 第22-23页 |
1.4 已知的水稻miRNA及其靶基因 | 第23-25页 |
1.5 miRNA的研究方法 | 第25-26页 |
1.5.1 mi RNA沉默 | 第25页 |
1.5.2 mi RNA过表达 | 第25-26页 |
1.5.3 mi RNA报告基因系统 | 第26页 |
1.6 立题依据 | 第26-28页 |
第二章 材料与方法 | 第28-42页 |
2.1 实验材料 | 第28-30页 |
2.1.1 植物材料 | 第28页 |
2.1.2 质粒和菌株 | 第28页 |
2.1.3 酶和试剂 | 第28页 |
2.1.4 引物合成 | 第28-29页 |
2.1.5 主要仪器设备 | 第29-30页 |
2.2 实验方法 | 第30-42页 |
2.2.1 激素及非生物胁迫对Os Rho GDI2基因表达的影响 | 第30-31页 |
2.2.2 Os Rho GDI2基因启动子序列分析和克隆 | 第31-34页 |
2.2.3 p BI121-p Os Rho GDI2-GUS融合表达载体构建和农杆菌转化 | 第34-36页 |
2.2.4 p BI121-p Os Rho GDI2-GUS载体转化水稻 | 第36-37页 |
2.2.5 转基因水稻的筛选和鉴定 | 第37-38页 |
2.2.6 转基因水稻中报告基因GUS的表达分析 | 第38-39页 |
2.2.7 Os Rho GDI2基因RNA干扰水稻的筛选和鉴定 | 第39-42页 |
第三章 结果与分析 | 第42-56页 |
3.1 OsRhoGDI2基因对激素和非生物胁迫的响应 | 第42-44页 |
3.2 OsRhoGDI2基因启动子序列分析和克隆 | 第44-48页 |
3.2.1 OsRhoGDI2基因启动子的顺式作用元件预测 | 第44-47页 |
3.2.2 OsRhoGDI2启动子的克隆 | 第47-48页 |
3.3 转pBI121-pOsRhoGDI2-GUS水稻的构建和筛选 | 第48-49页 |
3.4 OsRhoGDI2基因表达的组织特异性分析 | 第49-51页 |
3.5 OsRhoGDI2启动子对激素和非生物胁迫的响应 | 第51-53页 |
3.6 OsRhoGDI2基因RNA干扰水稻T1代阳性植株的筛选和鉴定 | 第53-56页 |
3.6.1 RNAi水稻阳性植株的筛选 | 第53-54页 |
3.6.2 OsRhoGDI2基因在RNA干扰水稻中的表达检测 | 第54-56页 |
第四章 讨论 | 第56-60页 |
4.1 OsRhoGDI2的表达受IAA、6-BA、MeJ-A、ABA、SA、干旱、高盐的诱导,受GA的抑制 | 第56-57页 |
4.2 在转基因水稻中OsRhoGDI2基因启动子能有效启动GUS基因的特异性表达 | 第57-58页 |
4.3 利用RNAi技术能够鉴定OsRhoGDI2基因的功能 | 第58-60页 |
第五章 结论 | 第60-62页 |
参考文献 | 第62-72页 |
附录I 常用的培养基及溶液 | 第72-76页 |
附录II 常用实验操作方法 | 第76-80页 |
致谢 | 第80-82页 |
攻读学位期间发表的学术论文 | 第82-83页 |