| 中文摘要 | 第13-15页 |
| ABSTRACT | 第15-18页 |
| 第一章 文献综述 | 第19-32页 |
| 1.1 气体信号分子H_2S的研究进展 | 第19-25页 |
| 1.1.1 H_2S是气体信号分子 | 第19-20页 |
| 1.1.2 植物中H_2S的来源 | 第20页 |
| 1.1.3 植物中H_2S的生理功能 | 第20-22页 |
| 1.1.4 H_2S在植物抵抗非生物胁迫中的作用 | 第22-24页 |
| 1.1.5 H_2S与激素及其它信号分子的相互作用 | 第24-25页 |
| 1.2 植物重金属Cd胁迫的研究进展 | 第25-30页 |
| 1.2.1 Cd对植物的毒性效应 | 第26-28页 |
| 1.2.2 植物耐受Cd的机制 | 第28-30页 |
| 1.3 本研究的内容、目的和意义 | 第30-32页 |
| 1.3.1 本研究的目的和意义 | 第30页 |
| 1.3.2 本文的研究内容 | 第30-32页 |
| 第二章 H_2S对镉胁迫白菜根部细胞死亡的影响 | 第32-45页 |
| 2.1 材料与方法 | 第32-36页 |
| 2.1.1 材料培养 | 第32页 |
| 2.1.2 主要试剂与仪器 | 第32-33页 |
| 2.1.3 实验处理 | 第33页 |
| 2.1.4 细胞死亡率的测定 | 第33页 |
| 2.1.5 H_2S产率测定 | 第33-34页 |
| 2.1.6 MDA含量测定 | 第34页 |
| 2.1.7 相对电导率的测定 | 第34页 |
| 2.1.8 白菜基因组RNA的提取和RNA反转录成cDNA | 第34-35页 |
| 2.1.9 qRT-PCR检测 | 第35页 |
| 2.1.10 H_2O_2、O_2·~-和ROS的组织化学染色 | 第35-36页 |
| 2.1.11 数据统计分析 | 第36页 |
| 2.2 结果分析 | 第36-43页 |
| 2.2.1 Cd引起白菜幼苗根生长抑制和根部细胞死亡 | 第36页 |
| 2.2.2 Cd胁迫下白菜幼苗根部H_2S的产生 | 第36-38页 |
| 2.2.3 外源H_2S施加浓度的筛选 | 第38-39页 |
| 2.2.4 H_2S对Cd诱导的白菜幼苗根部细胞死亡的影响 | 第39-40页 |
| 2.2.5 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部ROS积累的影响 | 第40-41页 |
| 2.2.6 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部MDA和细胞膜透性的影响 | 第41-43页 |
| 2.3 讨论 | 第43-44页 |
| 2.4 小结 | 第44-45页 |
| 第三章 H_2S对镉胁迫白菜根部抗氧化系统的影响 | 第45-57页 |
| 3.1 材料与方法 | 第46-48页 |
| 3.1.1 材料培养 | 第46页 |
| 3.1.2 主要试剂与仪器 | 第46页 |
| 3.1.3 实验处理 | 第46-47页 |
| 3.1.4 H_2O_2含量的测定 | 第47页 |
| 3.1.5 MDA含量的测定 | 第47页 |
| 3.1.6 蛋白质羰基(PCO)含量的测定 | 第47页 |
| 3.1.7 GSH和GSSG的测定 | 第47页 |
| 3.1.8 ASA的测定 | 第47页 |
| 3.1.9 抗氧化酶活性的测定 | 第47页 |
| 3.1.10 NADPH氧化酶活性的测定 | 第47页 |
| 3.1.11 白菜基因组RNA的提取和RNA反转录成cDNA | 第47页 |
| 3.1.12 qRT-PCR检测 | 第47-48页 |
| 3.1.13 数据的统计分析 | 第48页 |
| 3.2 结果与分析 | 第48-54页 |
| 3.2.1 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部H_2O_2含量的影响 | 第48-49页 |
| 3.2.2 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部的氧化损伤的影响 | 第49-50页 |
| 3.2.3 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部NADPH氧化酶的影响 | 第50-51页 |
| 3.2.4 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部抗氧化酶的影响 | 第51-53页 |
| 3.2.5 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部抗氧化剂GSH和AsA含量的影响 | 第53-54页 |
| 3.3 讨论 | 第54-56页 |
| 3.4 小结 | 第56-57页 |
| 第四章 H_2S对镉胁迫白菜幼苗根部细胞遗传损伤的影响 | 第57-69页 |
| 4.1 材料与方法 | 第58-60页 |
| 4.1.1 材料培养 | 第58页 |
| 4.1.2 主要试剂与仪器 | 第58页 |
| 4.1.3 实验处理 | 第58页 |
| 4.1.4 有丝分裂、微核和染色体异常的观察 | 第58-59页 |
| 4.1.5 蛋白质-DNA交联(DPC)含量的测定 | 第59页 |
| 4.1.6 TUNEL荧光标记检测 | 第59-60页 |
| 4.1.7 白菜基因组RNA的提取和RNA反转录成cDNA | 第60页 |
| 4.1.8 qRT-PCR检测 | 第60页 |
| 4.1.9 数据的统计分析 | 第60页 |
| 4.2 结果与分析 | 第60-66页 |
| 4.2.1 Cd胁迫下白菜根生长和根尖细胞有丝分裂情况 | 第60-61页 |
| 4.2.2 H_2S对Cd胁迫下白菜根尖细胞有丝分裂和微核的影响 | 第61-62页 |
| 4.2.3 H_2S对Cd胁迫下白菜根尖细胞有丝分裂后期染色体行为异常的影响 | 第62-63页 |
| 4.2.4 H_2S对Cd胁迫下白菜根尖细胞中DNA损伤的影响 | 第63-64页 |
| 4.2.5 H_2S对Cd胁迫下白菜根中DNA损伤修复相关基因表达的影响 | 第64-66页 |
| 4.3 讨论 | 第66-67页 |
| 4.4 小结 | 第67-69页 |
| 第五章 H_2S对镉胁迫白菜幼苗根部渗透胁迫的影响 | 第69-77页 |
| 5.1 材料与方法 | 第69-70页 |
| 5.1.1 材料培养 | 第69-70页 |
| 5.1.2 主要试剂与仪器 | 第70页 |
| 5.1.3 实验处理 | 第70页 |
| 5.1.4 生理指标测定 | 第70页 |
| 5.1.5 数据的统计分析 | 第70页 |
| 5.2 结果与分析 | 第70-75页 |
| 5.2.1 Cd胁迫下白菜幼苗根部的细胞膜透性 | 第70-72页 |
| 5.2.2 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部细胞膜透性和相对含水量的影响 | 第72页 |
| 5.2.3 H_2S对Cd胁迫下白菜幼苗根部可溶性蛋白、可溶性糖、脯氨酸、甜菜碱含量的影响 | 第72-74页 |
| 5.2.4 HA对Cd胁迫下白菜幼苗根部脯氨酸和可溶性糖含量的影响 | 第74-75页 |
| 5.3 讨论 | 第75-76页 |
| 5.4 小结 | 第76-77页 |
| 结论 | 第77-79页 |
| 参考文献 | 第79-96页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第96-98页 |
| 致谢 | 第98-99页 |
| 个人简况及联系方式 | 第99-101页 |
