中文摘要 | 第13-16页 |
ABSTRACT | 第16-18页 |
符号说明 | 第19-21页 |
第一章 绪论 | 第21-43页 |
1.1 本章引论 | 第21-24页 |
1.2 CS/DS/HA糖链降解酶 | 第24-30页 |
1.2.1 透明质酸降解酶(Hyaluronidase,HAase) | 第25-27页 |
1.2.2 硫酸软骨素降解酶(Chondroitinase,CSase) | 第27-29页 |
1.2.3 新型糖胺聚糖降解酶 | 第29-30页 |
1.2.4 HAase和CSase的命名问题 | 第30页 |
1.3 CS/DS硫酸酯酶 | 第30-32页 |
1.3.1 外切型硫酸酯酶 | 第31页 |
1.3.2 内切型硫酸酯酶 | 第31-32页 |
1.3.3 硫酸酯酶的作用 | 第32页 |
1.4 选题意义 | 第32-33页 |
1.5 论文结构 | 第33页 |
参考文献 | 第33-43页 |
第二章 海洋来源糖胺聚糖降解菌的筛选、鉴定及基因组DNA序列分析 | 第43-54页 |
2.1 材料与试剂 | 第43-44页 |
2.1.1 材料 | 第43页 |
2.1.2 试剂 | 第43页 |
2.1.3 人工海水培养基的配制 | 第43-44页 |
2.2 实验方法 | 第44-48页 |
2.2.1 糖胺聚糖降解菌的筛选 | 第44页 |
2.2.2 降解菌的多糖利用能力分析 | 第44-45页 |
2.2.3 糖胺聚糖降解菌的分子鉴定 | 第45-46页 |
2.2.4 降解菌胞外粗酶的制备 | 第46页 |
2.2.5 胞外粗酶降解多糖的作用分析 | 第46-47页 |
2.2.6 降解菌的基因组DNA制备 | 第47-48页 |
2.2.7 降解菌的全基因组DNA测序与分析 | 第48页 |
2.3 结果与分析 | 第48-52页 |
2.3.1 降解菌的多糖利用能力 | 第48-49页 |
2.3.2 FC509菌株的鉴定 | 第49-50页 |
2.3.3 FC509胞外粗酶的多糖降解活性 | 第50-51页 |
2.3.4 降解菌的全基因组测序与分析 | 第51-52页 |
2.4 本章小结 | 第52页 |
参考文献 | 第52-54页 |
第三章 新型糖胺聚糖降解酶的表达与纯化 | 第54-65页 |
3.1 材料与试剂 | 第54页 |
3.1.1 材料 | 第54页 |
3.1.2 试剂 | 第54页 |
3.2 实验方法 | 第54-57页 |
3.2.1 糖胺聚糖降解酶基因的序列分析 | 第54-55页 |
3.2.2 糖胺聚糖降解酶基因异源表达载体的构建 | 第55页 |
3.2.3 糖胺聚糖降解酶的异源表达及表达条件的优化 | 第55-56页 |
3.2.4 重组蛋白的表达与纯化 | 第56-57页 |
3.3 结果与分析 | 第57-63页 |
3.3.1 糖胺聚糖降解酶基因及蛋白分析 | 第57-60页 |
3.3.2 糖胺聚糖降解酶的异源表达与纯化 | 第60-63页 |
3.4 本章小结 | 第63页 |
参考文献 | 第63-65页 |
第四章 新型内切型糖胺聚糖裂解酶HCLASE的鉴定 | 第65-86页 |
4.1 材料与试剂 | 第65页 |
4.1.1 材料 | 第65页 |
4.1.2 试剂 | 第65页 |
4.2 实验方法 | 第65-71页 |
4.2.1 糖胺聚糖裂解酶HCLase底物专一性分析 | 第65-66页 |
4.2.2 重组蛋白最适反应条件分析 | 第66-67页 |
4.2.3 重组蛋白HCLase的酶活测定 | 第67页 |
4.2.4 裂解酶HCLase底物降解模式 | 第67-68页 |
4.2.5 裂解酶HCLase最终产物的质谱分析 | 第68-69页 |
4.2.6 糖胺聚糖聚合度均一性寡糖制备 | 第69页 |
4.2.7 HCLase抗性四糖的收集及测序 | 第69-70页 |
4.2.8 荧光标记对HCLase降解的影响 | 第70-71页 |
4.2.9 HCLase活性位点分析 | 第71页 |
4.3 结果与分析 | 第71-81页 |
4.3.1 重组酶的底物特异性分析 | 第71页 |
4.3.2 最适反应特性分析 | 第71-74页 |
4.3.3 HCLase的多糖降解特性 | 第74-75页 |
4.3.4 最终产物分析 | 第75-77页 |
4.3.5 HCLase抗性四糖结构测定 | 第77-79页 |
4.3.6 荧光标记对HCLase活性的影响分析 | 第79-80页 |
4.3.7 HCLase活性位点分析 | 第80-81页 |
4.4 本章小结 | 第81-82页 |
参考文献 | 第82-86页 |
第五章 新型外切型糖胺聚糖裂解酶HCDLASE的鉴定 | 第86-103页 |
5.1 材料与试剂 | 第86页 |
5.1.1 材料 | 第86页 |
5.1.2 试剂 | 第86页 |
5.2 实验方法 | 第86-91页 |
5.2.1 重组蛋白HCDLase底物专一性分析 | 第86-87页 |
5.2.2 裂解酶HCDLase最适反应条件分析 | 第87-88页 |
5.2.3 裂解酶HCDLase的酶活测定 | 第88页 |
5.2.4 外切酶活性鉴定 | 第88-89页 |
5.2.5 最终产物的质谱分析 | 第89页 |
5.2.6 结构均一的CS四糖以及六糖制备 | 第89-90页 |
5.2.7 荧光标记的影响 | 第90页 |
5.2.8 外切型糖胺聚糖裂解酶HCDLase的切割方向分析 | 第90-91页 |
5.2.9 HCDLase降解荧光标记CS四糖分析 | 第91页 |
5.3 结果与分析 | 第91-102页 |
5.3.1 HCDLase底物特异性分析特性 | 第91-92页 |
5.3.2 最适反应特性分析 | 第92-94页 |
5.3.3 裂解酶HCDLase的多糖降解特性 | 第94-95页 |
5.3.4 裂解酶的最终产物分析 | 第95-97页 |
5.3.5 结构均一的糖胺聚糖四糖和六糖的制备和测序 | 第97-98页 |
5.3.6 荧光标记的影响 | 第98-99页 |
5.3.7 外切型糖胺聚糖裂解酶的切割方向分析 | 第99-100页 |
5.3.8 HCDLase降解荧光标记CS四糖分析 | 第100-102页 |
5.4 本章小结 | 第102页 |
参考文献 | 第102-103页 |
第六章 新型内切型糖胺聚糖硫酸酯酶的酶学性质分析 | 第103-117页 |
6.1 材料与试剂 | 第103页 |
6.1.1 材料 | 第103页 |
6.1.2 试剂 | 第103页 |
6.2 实验方法 | 第103-107页 |
6.2.1 重组蛋白底物专一性分析 | 第103-104页 |
6.2.2 最适反应条件分析 | 第104-105页 |
6.2.3 重组蛋白4-O-Endosulfatase的多糖降解特征 | 第105-107页 |
6.2.4 重组蛋白的酶活测定 | 第107页 |
6.3 结果与分析 | 第107-114页 |
6.3.1 底物特异性分析特性 | 第108-109页 |
6.3.2 最适反应特性分析 | 第109-111页 |
6.3.3 硫酸酯酶4-O-Endosulfatase多糖降解特性 | 第111-114页 |
6.4 本章小结 | 第114-115页 |
参考文献 | 第115-117页 |
第七章 新型糖胺聚糖工具酶的应用及相互作用 | 第117-128页 |
7.1 材料与试剂 | 第117页 |
7.1.1 材料 | 第117页 |
7.1.2 试剂 | 第117页 |
7.2 实验方法 | 第117-121页 |
7.2.1 高正电荷绿色荧光蛋白的表达纯化 | 第117-118页 |
7.2.2 内切型4-O-Endosulfatase对糖胺聚糖与蛋白结合作用的影响 | 第118页 |
7.2.3 HCDLase在CS六糖及八糖测序中的应用 | 第118-120页 |
7.2.5 内切型4-O-Endosulfatase与HCLase的协同作用分析 | 第120-121页 |
7.3 结果与分析 | 第121-126页 |
7.3.1 高正电荷绿色荧光蛋白的表达纯化 | 第121-122页 |
7.3.2 新型4-O-Endosulfatase对于糖胺聚糖与蛋白结合作用的影响 | 第122-123页 |
7.3.3 HCDLase在CS六糖及八糖测序中的应用 | 第123-126页 |
7.3.4 内切型4-O-Endosulfatase与HCLase的协同作用分析 | 第126页 |
7.4 本章小结 | 第126-127页 |
参考文献 | 第127-128页 |
第八章 全文总结与展望 | 第128-131页 |
8.1 主要结果与意义 | 第128-129页 |
8.2 本论文的创新点 | 第129-130页 |
8.3 展望 | 第130-131页 |
致谢 | 第131-132页 |
攻读博士学位期间参与的项目 | 第132-133页 |
获奖情况 | 第133-134页 |
发表论文 | 第134-135页 |
国家发明专利 | 第135-136页 |
学位论文评阅及答辩情况表 | 第136页 |