| 摘要 | 第7-8页 |
| Abstract | 第8页 |
| 第一章 绪论 | 第9-47页 |
| 1.1 微小核糖核酸(microRNAs) | 第10-20页 |
| 1.1.1 MicroRNAs的发现 | 第10-11页 |
| 1.1.2 miRNA的结构特征 | 第11页 |
| 1.1.3 miRNA的基因组织形式 | 第11-13页 |
| 1.1.4 miRNA的命名 | 第13页 |
| 1.1.5 miRNA的加工成熟过程 | 第13-15页 |
| 1.1.6 miRNA的功能 | 第15页 |
| 1.1.7 miRNA的作用机制 | 第15-19页 |
| 1.1.8 miRNA的研究意义 | 第19-20页 |
| 1.2 血清/血浆miRNA | 第20-31页 |
| 1.2.1 miRNA与癌症之间的关系 | 第20-23页 |
| 1.2.2 血清中稳定存在miRNA | 第23-31页 |
| 1.2.3 存在的问题 | 第31页 |
| 1.3 Microvesicle | 第31-47页 |
| 1.3.1 什么是Microvesicle | 第31-33页 |
| 1.3.2 Microvesicle的结构组成 | 第33-34页 |
| 1.3.3 Microvesicle的分类 | 第34-35页 |
| 1.3.4 MV的命名 | 第35-36页 |
| 1.3.5 Microvesicle的产生 | 第36-38页 |
| 1.3.6 Microvesicle的作用方式 | 第38-40页 |
| 1.3.7 Microvesicle的生理功能 | 第40-44页 |
| 1.3.8 Microvesicle的研究意义 | 第44-47页 |
| 第二章 实验部分 | 第47-99页 |
| 2.1 引言 | 第48-49页 |
| 2.2 实验材料与方法 | 第49-51页 |
| 2.2.1 实验动物 | 第49页 |
| 2.2.2 细胞 | 第49页 |
| 2.2.3 主要试剂 | 第49-51页 |
| 2.2.4 主要仪器 | 第51页 |
| 2.3 实验方法 | 第51-62页 |
| 2.3.1 细胞的培养 | 第51-52页 |
| 2.3.2 microvesicle的分离 | 第52-53页 |
| 2.3.3 透射电子显微镜下观察血浆中分离的microvesicle | 第53页 |
| 2.3.4 冷冻电子显微镜观察血浆/细胞中分离的microvesicle | 第53-54页 |
| 2.3.5 OPTi-prep密度梯度离心分离microvesicle | 第54页 |
| 2.3.6 Real-time PCR法检测microvesicle中的miRNA | 第54-57页 |
| 2.3.7 Northern blotting检测microvesicle中miRNA的表达 | 第57-58页 |
| 2.3.8 激光共聚焦荧光显微镜法研究microvesicle与细胞之间的相互作用 | 第58-59页 |
| 2.3.9 流式细胞法检测荧光标记的miRNA与细胞的相互作用 | 第59页 |
| 2.3.10 transwell检测HMEC1细胞的迁移能力 | 第59-60页 |
| 2.3.11 western blotting检测HMEC-1细胞中c-Myb的表达 | 第60页 |
| 2.3.12 质粒构建和荧光素酶实验 | 第60-62页 |
| 2.3.13 动物实验 | 第62页 |
| 2.3.14 数值的统计分析 | 第62页 |
| 2.4 实验结果 | 第62-96页 |
| 2.4.1 血清和THP-1细胞分泌的microvesicle中含有miRNA | 第62-70页 |
| 2.4.2 在不同的刺激条件下,血细胞和培养的THP-1细胞可以选择性的包裹miRNA | 第70-76页 |
| 2.4.3 THP-1分泌测microvesicle能够携带miRNA进入受体细胞HMEC-1细胞中 | 第76-83页 |
| 2.4.4 外源miR-150能够降低靶细胞HMEC-1细胞中c-Myb蛋白的表达 | 第83-87页 |
| 2.4.5 外源miR-150能够促进受体细胞HMEC-1细胞的迁移 | 第87-91页 |
| 2.4.6 动脉粥样硬化病人血清中高表达的miR-150能够进入HMEC-1细胞促使其迁移能力的增加 | 第91-96页 |
| 2.5 讨论 | 第96-99页 |
| 参考文献 | 第99-106页 |
| 攻读博士学位期间论文 | 第106-107页 |
| 致谢 | 第107-108页 |
