| 致谢 | 第6-8页 |
| 摘要 | 第8-12页 |
| Abstract | 第12-16页 |
| 缩略词表 | 第18-25页 |
| 1 引言 | 第25-43页 |
| 1.1 植物逆境响应和适应性机制简述 | 第25-26页 |
| 1.2 活性氧在植物逆境响应中的作用和相关信号途径 | 第26-29页 |
| 1.2.1 ROS的产生及植物的解毒机制 | 第26-27页 |
| 1.2.2 ROS信号分子及其基因网络调控 | 第27-28页 |
| 1.2.3 植物ROS信号的传导途径 | 第28-29页 |
| 1.3 BR与ABA对植物环境适应性的调控和相互作用 | 第29-34页 |
| 1.3.1 BR对植物环境适应性的调控 | 第30-31页 |
| 1.3.2 ABA对植物环境适应性的调控 | 第31-33页 |
| 1.3.3 BR与ABA的相互作用 | 第33-34页 |
| 1.4 自噬及泛素-蛋白酶体在植物生长发育和逆境响应中的作用 | 第34-37页 |
| 1.4.1 自噬在植物生长发育和逆境响应中的作用 | 第34-36页 |
| 1.4.2 泛素蛋白酶体在植物生长发育和逆境响应中的作用 | 第36页 |
| 1.4.3 自噬和泛素蛋白酶体的相互作用 | 第36-37页 |
| 1.5 WRKY转录因子在植物逆境响应中的调控 | 第37-40页 |
| 1.5.1 WRKY功能域和W-box | 第37-38页 |
| 1.5.2 WRKY在植物逆境响应中的作用 | 第38-40页 |
| 1.5.3 WRKY对基因转录水平的激活、抑制和去抑制 | 第40页 |
| 1.6 本文的研究目的 | 第40-43页 |
| 2. H_2O_2信号在低温驯化调控番茄抗冷性中的作用 | 第43-56页 |
| 摘要 | 第43-44页 |
| 2.1 材料与方法 | 第44-48页 |
| 2.1.1 植物材料和处理 | 第44-45页 |
| 2.1.2 光合气体交换与叶绿素荧光测定 | 第45页 |
| 2.1.3 H_2O_2组织化学染色和亚细胞定位 | 第45-46页 |
| 2.1.4 叶片中H_2O_2、膜质过氧化和谷胱甘肽的测定 | 第46页 |
| 2.1.5 抗氧化提取和活性测定 | 第46-47页 |
| 2.1.6 细胞膜提取及NADPH氧化酶活力测定 | 第47页 |
| 2.1.7 总RNA提取和基因表达分析 | 第47页 |
| 2.1.8 方差分析 | 第47-48页 |
| 2.2 结果 | 第48-52页 |
| 2.2.1 低温驯化对H_2O_2积累的影响 | 第48-49页 |
| 2.2.2 低温驯化对抗氧化酶基因表达和活性的影响 | 第49页 |
| 2.2.3 低温驯化对冷害和恢复后气体交换,叶绿素荧光猝灭达和活性的影响 | 第49-50页 |
| 2.2.4 低温驯化对冷害中H_2O_2积累和膜质过氧化的影响 | 第50-51页 |
| 2.2.5 低温驯化对冷害中GSH/GSSG氧化还原状态的影响 | 第51-52页 |
| 2.3 讨论 | 第52-56页 |
| 3. RBOH1产生的H_2O_2及随后激活的MPK1/2在驯化诱导番茄产生交互抗性中的关键作用 | 第56-70页 |
| 摘要 | 第56-58页 |
| 3.1 材料与方法 | 第58-59页 |
| 3.1.1 植物材料、病毒诱导的基因沉默(VIGS)载体设计和和病毒侵染 | 第58页 |
| 3.1.2 驯化和抗性分析 | 第58-59页 |
| 3.1.3 H_2O_2分析 | 第59页 |
| 3.1.4 抗氧化物质测定 | 第59页 |
| 3.1.5 质膜提取和NADPH氧化酶活性测定 | 第59页 |
| 3.1.6 总RNA提取和基因表达分析 | 第59页 |
| 3.1.7 MPK1和2活性测定 | 第59页 |
| 3.1.8 方差分析 | 第59页 |
| 3.2 结果 | 第59-65页 |
| 3.2.1 驯化诱导的交叉抗性涉及质外体H_2O_2的积累 | 第59-61页 |
| 3.2.2 RBOH1在驯化诱导的交叉抗性中的作用 | 第61-65页 |
| 3.2.3 MPK1和2激酶活性在驯化诱导的交叉抗性中的作用 | 第65页 |
| 3.3 讨论 | 第65-70页 |
| 4. BR和ABA诱导的H_2O_2在调控番茄抗性中的动态关系 | 第70-86页 |
| 摘要 | 第70-72页 |
| 4.1 材料与方法 | 第72-73页 |
| 4.1.1 植物材料、病毒诱导的基因沉默(VIGS)载体设计和和病毒侵染 | 第72页 |
| 4.1.2 激素和胁迫处理 | 第72页 |
| 4.1.3 叶绿素荧光分析 | 第72页 |
| 4.1.4 H_2O_2分析 | 第72-73页 |
| 4.1.5 植物内源ABA水平测定 | 第73页 |
| 4.1.6 抗氧化物质测定 | 第73页 |
| 4.1.7 总RNA提取和基因表达分析 | 第73页 |
| 3.1.8 方差分析 | 第73页 |
| 4.2 结果 | 第73-82页 |
| 4.2.1 BR诱导的抗性中ABA合成的动态依赖 | 第73-75页 |
| 4.2.2 EBR和ABA诱导的RBOHl表达,H_2O_2积累的动力学变化 | 第75-78页 |
| 4.2.3 在番茄植株中BR和ABA触发H_2O_2积累的差异性 | 第78页 |
| 4.2.4 BR和ABA通过不同的ROS产生途径诱导对光氧化胁迫的抗性 | 第78-79页 |
| 4.2.5 ABA合成、BR合成和BR诱导的质外体H_2O_2之间的相互关系 | 第79-80页 |
| 4.2.6 BR和ABA水平对防御相关基因转录水平的动态影响 | 第80-81页 |
| 4.2.7 EBR和ABA在调控细胞氧化还原平衡中的相互作用 | 第81-82页 |
| 4.3 讨论 | 第82-86页 |
| 4.3.1 BR诱导的胁迫抗性与细胞氧化还原状态的变化有关 | 第83页 |
| 4.3.2 在H_2O_2产生、防御响应和胁迫抗性中BRs和ABA的相互作用 | 第83-84页 |
| 4.3.3 质外体和叶绿体中产生的ROS在EBR和ABA诱导的胁迫抗性中的作用 | 第84-85页 |
| 4.3.4 ROS在ABA合成中的作用 | 第85-86页 |
| 5. 自噬体的介导蛋白NBR1在选择性植物自噬体逆境胁迫中响应的作用机制 | 第86-108页 |
| 摘要 | 第86-88页 |
| 5.1 材料与方法 | 第88-91页 |
| 5.1.1 拟南芥的基因型和生长条件 | 第88-89页 |
| 5.1.2 BiFC试验和ATG8a-NBR1互作 | 第89页 |
| 5.1.3 总RNA提取和基因表达分析 | 第89页 |
| 5.1.4 GFP-ATG8a和NBR1-GFP观察自噬体 | 第89-90页 |
| 5.1.5 非生物胁迫抗性分析 | 第90页 |
| 5.1.6 叶片中电解质渗透率测定 | 第90页 |
| 5.1.7 叶绿素荧光分析 | 第90页 |
| 5.1.8 NBR1转基因系的生成 | 第90页 |
| 5.1.9 Botrytis侵染 | 第90页 |
| 5.1.10 NBR1-TAP转基因植株生成 | 第90-91页 |
| 5.1.11 可溶性和不可溶性蛋白的分析和蛋白质印迹 | 第91页 |
| 5.2 结果 | 第91-102页 |
| 5.2.1 ATG8互作蛋白NBR1的鉴定 | 第91-93页 |
| 5.2.2 热胁迫诱导ATG基因表达和自噬体形成 | 第93-95页 |
| 5.2.3 atg和nbr1突变体在热胁迫中的敏感性 | 第95-97页 |
| 5.2.4 nbr1突变体对氧化胁迫、干旱和盐害的敏感性 | 第97-98页 |
| 5.2.5 nbr1在衰老、暗处理和抗病中表型正常 | 第98-99页 |
| 5.2.6 NBR1在逆境抗性中的作用依赖于与ATG8的互作 | 第99-100页 |
| 5.2.7 热敏感性与泛素化蛋白聚集体之间的关系 | 第100-102页 |
| 5.3 讨论 | 第102-108页 |
| 6. E3泛素连接酶CHIP和NBR1介导的选择性自噬体在植物胁迫响应中对蛋白毒性的叠加保护 | 第108-132页 |
| 摘要 | 第108-111页 |
| 6.1 材料与方法 | 第111-113页 |
| 6.1.1 拟南芥基因型和生长条件 | 第111-112页 |
| 6.1.2 总RNA提取和基因表达分析 | 第112页 |
| 6.1.3 非生物胁迫抗性分析 | 第112页 |
| 6.1.4 可溶性不可溶蛋白分离和蛋白免疫印迹 | 第112页 |
| 6.1.5 利用GFP-ATGSa观测自噬体 | 第112页 |
| 6.1.6 质谱分析不可溶性蛋白 | 第112-113页 |
| 6.1.7 过氧化氢酶活性分析 | 第113页 |
| 6.2 结果 | 第113-125页 |
| 6.2.1 拟南芥chip突变体鉴定 | 第113页 |
| 6.2.2 chip突变体在一系列非生物胁迫中表现出敏感性 | 第113-115页 |
| 6.2.3 高温诱导的蛋白聚合体在chip突变体中的积累 | 第115-116页 |
| 6.2.4 chip和nbr1突变体在热胁迫中表型叠加 | 第116-117页 |
| 6.2.5 chip突变体中胁迫诱导的蛋白聚合体正常泛素化 | 第117-118页 |
| 6.2.6 蛋白组学分析热胁迫诱导的不可溶蛋白聚合体 | 第118-121页 |
| 6.2.7 过氧化氢酶在热胁迫下聚合和泛素化 | 第121-123页 |
| 6.2.8 CHIP破坏促进胁迫诱导自噬产生 | 第123-125页 |
| 6.3 讨论 | 第125-132页 |
| 6.3.1 CHIP E3泛素化连接酶在植物胁迫响应中的关键作用 | 第126-127页 |
| 6.3.2 植物胁迫响应中CHIP和NBR1介导的蛋白解毒途径 | 第127-129页 |
| 6.3.3 植物中胁迫诱导的蛋白聚合体和蛋白毒性 | 第129-132页 |
| 7. WRKY33同源基因在植物胁迫响应中的进化和功能 | 第132-156页 |
| 摘要 | 第132-136页 |
| 7.1 材料与方法 | 第136-137页 |
| 7.1.1 植物材料和生长条件 | 第136页 |
| 7.1.2 WRKY转基因表达载体和转基因系的产生 | 第136-137页 |
| 7.1.3 VIGS载体和农杆菌介导的基因沉默 | 第137页 |
| 7.1.4 RNA免疫印迹法分析 | 第137页 |
| 7.1.5 qRT-PCR | 第137页 |
| 7.1.6 病原菌抗性和耐热性分析 | 第137页 |
| 7.2 结果 | 第137-151页 |
| 7.2.1 AtWRKY33的C端结构域(CTD)与其同源序列 | 第137-138页 |
| 7.2.2 AtWRKY33 CTD的关键作用和其自身启动子对其活性的影响 | 第138-145页 |
| 7.2.3 其它植物中WRKY相似同源序列的鉴定 | 第145-147页 |
| 7.2.4 胁迫诱导的番茄SlWRKY33基因的表达 | 第147-148页 |
| 7.2.5 番茄SlWRKY33沉默植株对病原菌和热胁迫的敏感性 | 第148-150页 |
| 7.2.6 atwrky33突变体可以被番茄SlWRKY33基因互补 | 第150-151页 |
| 7.3 讨论 | 第151-156页 |
| 7.3.1 是什么让AtWRKY33成为植物胁迫响应的重要的调节因子? | 第151-153页 |
| 7.3.2 农作物中进化保守的WRKY33同源序列 | 第153-156页 |
| 8. 结论 | 第156-160页 |
| 参考文献 | 第160-182页 |
| 附图 | 第182-196页 |
| 附表 | 第196-225页 |
