| 摘要 | 第4-8页 |
| ABSTRACT | 第8-13页 |
| 英文縮略词 | 第18-20页 |
| 前言 | 第20-22页 |
| 第一部分 MIR-205在肾透明细胞癌中的表达及其与临床分期、病理分级的关系 | 第22-35页 |
| 1 材料与方法 | 第22-27页 |
| 1.1 实验材料 | 第22-24页 |
| 1.1.1 组织来源 | 第22-23页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第23页 |
| 1.1.3 主要仪器设备 | 第23-24页 |
| 1.1.4 引物设计 | 第24页 |
| 1.1.5 主要溶液的配备 | 第24页 |
| 1.2 实验步骤 | 第24-26页 |
| 1.2.1 提取组织总RNA | 第24-25页 |
| 1.2.2 基因组DNA的去除 | 第25页 |
| 1.2.3 MiRNA-PolyA标记与RT反应 | 第25-26页 |
| 1.2.4 miRNA-定量PCR检测 | 第26页 |
| 1.3 统计方法 | 第26-27页 |
| 2 结果 | 第27-31页 |
| 2.1 研究对象的临床资料 | 第27-28页 |
| 2.2 miR-205在肾透明细胞癌内的表达水平显著性下降 | 第28-30页 |
| 2.3 miR-205的表达与肾癌临床分期、病理分级的关系 | 第30-31页 |
| 3 讨论 | 第31-34页 |
| 4 结论 | 第34-35页 |
| 第二部分 MIR-205对肾癌细胞ACHN生物学行为的影响 | 第35-64页 |
| 实验一 miR-205在贤癌细胞中的表达 | 第35-47页 |
| 1 材料与方法 | 第35-40页 |
| 1.1 实验材料 | 第35-37页 |
| 1.1.1 细胞株 | 第35页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第35-36页 |
| 1.1.3 主要仪器设备 | 第36页 |
| 1.1.4 主要溶液的配备 | 第36-37页 |
| 1.1.5 引物设计 | 第37页 |
| 1.2 实验方法 | 第37-39页 |
| 1.2.1 复苏冻存细胞 | 第37页 |
| 1.2.2 细胞传代培养 | 第37页 |
| 1.2.3 实时定量PCR检测细胞系Caki-1、ACHN及HK-2中miR-205的表达 | 第37-38页 |
| 1.2.4 转染实验 | 第38-39页 |
| 1.2.5 转染后各组ACHN细胞中miR-205的相对表达含量 | 第39页 |
| 1.3 统计方法 | 第39-40页 |
| 2 结果 | 第40-44页 |
| 2.1 miR-205在人肾癌细胞株Caki-1、ACHN及人正常肾小管上皮细胞HK-2中的相对表达含量 | 第40-41页 |
| 2.2 转染效率检测 | 第41-42页 |
| 2.3 转染miR-205于人肾癌细胞株ACHN细胞后miR-205相对表达含量的检测 | 第42-44页 |
| 3 讨论 | 第44-46页 |
| 4 小结 | 第46-47页 |
| 实验二 miR-205对贤癌细胞ACHN生物学行为的影响 | 第47-64页 |
| 1 材料与方法 | 第47-52页 |
| 1.1 实验材料 | 第47-48页 |
| 1.1.1 细胞株 | 第47页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第47页 |
| 1.1.3 主要仪器设备 | 第47-48页 |
| 1.1.4 其他 | 第48页 |
| 1.1.5 主要溶液的配备 | 第48页 |
| 1.2 实验方法 | 第48-51页 |
| 1.2.1 MTT检测miR-205对肾癌细胞增殖的影响 | 第48-49页 |
| 1.2.2 流式细胞分析(FCM)分析细胞凋亡 | 第49-50页 |
| 1.2.3 FCM检测细胞周期 | 第50页 |
| 1.2.4 侵袭实验检测转染细胞的侵袭能力 | 第50-51页 |
| 1.2.5 细胞迁移实验检测转染细胞的迁移能力 | 第51页 |
| 1.3 统计方法 | 第51-52页 |
| 2 结果 | 第52-60页 |
| 2.1 miR-205过表达可显著抑制ACHN细胞的增殖 | 第52-53页 |
| 2.2 miR-205过表达可显著促进ACHN细胞凋亡 | 第53-54页 |
| 2.3 miR-205过表达可抑制ACHN细胞侵袭能力 | 第54-56页 |
| 2.4 miR-205过表达可抑制ACHN细胞迁移能力 | 第56-58页 |
| 2.5 miR-205过表达对ACHN细胞周期的影响 | 第58-60页 |
| 3 讨论 | 第60-63页 |
| 4 小结 | 第63-64页 |
| 第三部分 初步探讨MIR-205影响ACHN细胞的作用机制 | 第64-88页 |
| 1 材料与方法 | 第64-70页 |
| 1.1 实验材料 | 第64-66页 |
| 1.1.1 细胞株 | 第64页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第64-65页 |
| 1.1.3 主要仪器设备 | 第65-66页 |
| 1.1.4 主要抗体 | 第66页 |
| 1.2 实验方法 | 第66-69页 |
| 1.2.1 miR-205作用靶点的预测 | 第66页 |
| 1.2.2 PCR引物的设计 | 第66-67页 |
| 1.2.3 real-time PCR检测细胞系Caki-1、ACHN及HK-2中E2F1和ZEB2mRNA的表达 | 第67页 |
| 1.2.4 Western blot检测细胞系Caki-1、ACHN及HK-2中E2F1和ZEB2蛋白的表达 | 第67-68页 |
| 1.2.5 细胞转染和转染效率的检测 | 第68页 |
| 1.2.6 real-time PCR检测转染后ACHN细胞中E2F1、ZEB2、E-cadherin及Vimentin mRNA的表达 | 第68-69页 |
| 1.2.7 Western blot检测转染后ACHN细胞中E2F1、ZEB2、E-cadherin、Vimentin、AKT、p-AKT、BAD及p-BAD蛋白的表达 | 第69页 |
| 1.2.8 免疫组化法检测肾癌组织及癌旁组织中E-cadherin、Vimentin的表达 | 第69页 |
| 1.3 统计方法 | 第69-70页 |
| 2 结果 | 第70-84页 |
| 2.1 miR-205作用靶点的预测结果 | 第70页 |
| 2.2 E2F1和ZEB2 mRNA在人肾癌细胞株Caki-1、ACHN及人正常肾小管上皮细胞株HK-2中的表达 | 第70-72页 |
| 2.3 E2F1和ZEB2蛋白在人肾癌细胞株Caki-1、ACHN及人正常肾小管上皮细胞株HK-2中的表达 | 第72-73页 |
| 2.4 miR-205转染ACHN细胞对E2F1、ZEB2 mRNA表达的影响 | 第73-75页 |
| 2.5 miR-205转染ACHN细胞对E2F1和ZEB2蛋白表达的影响 | 第75-76页 |
| 2.6 miR-205转染ACHN细胞对AKT信号通路活性(磷酸化AKT和BAD蛋白水平)的影响 | 第76-77页 |
| 2.7 肾癌组织及癌旁组织中E-cadherin、Vimentin蛋白的表达 | 第77-78页 |
| 2.8 E-cadherin和Vimentin mRNA在人肾癌细胞株Caki-1、ACHN及人正常肾小管上皮细胞株HK-2中的表达 | 第78-80页 |
| 2.9 E-cadherin和Vimentin蛋白在人肾癌细胞株Caki-1、ACHN及人正常肾小管上皮细胞株HK-2中的表达 | 第80-81页 |
| 2.10 miR-205转染ACHN细胞对E-cadherin和Vimentin mRNA表达的影响 | 第81-83页 |
| 2.11 miR-205转染ACHN细胞对E-cadherin和Vimentin蛋白表达的影响 | 第83-84页 |
| 3 讨论 | 第84-87页 |
| 4 小结 | 第87-88页 |
| 参考文献 | 第88-97页 |
| 综述 | 第97-128页 |
| 参考文献 | 第114-128页 |
| 致谢 | 第128-129页 |
| 攻读学位期间主要的学术成果 | 第129-131页 |
