| 中文摘要 | 第3-6页 |
| 英文摘要 | 第6-9页 |
| 主要缩写词 | 第15-17页 |
| 1 绪论 | 第17-47页 |
| 1.1 AAMP的研究进展 | 第17-20页 |
| 1.1.1 AAMP蛋白的结构和功能 | 第17-19页 |
| 1.1.2 AAMP与疾病的关系 | 第19-20页 |
| 1.2 血管新生研究现状 | 第20-31页 |
| 1.2.1 新血管生成的主要方式 | 第20-22页 |
| 1.2.2 Angiogenesis的具体过程及其调控机制 | 第22-28页 |
| 1.2.3 血管新生过程中的内皮细胞迁移 | 第28-31页 |
| 1.3 核受体PPARγ 与内皮功能和血管新生 | 第31-42页 |
| 1.3.1 PPARγ 的活化和调控基因表达 | 第31-33页 |
| 1.3.2 PPARγ 与内皮细胞功能 | 第33-36页 |
| 1.3.3 PPARγ 调控血管新生 | 第36-42页 |
| 1.4 问题的提出 | 第42-45页 |
| 1.5 整体研究思路及创新点 | 第45-47页 |
| 2 AAMP的生物信息学分析和在血管新生中的作用 | 第47-75页 |
| 2.1 引言 | 第47-48页 |
| 2.2 实验材料与实验方法 | 第48-58页 |
| 2.2.1 主要实验仪器和实验材料 | 第48-50页 |
| 2.2.2 AAMP生物信息学分析 | 第50页 |
| 2.2.3 细胞培养 | 第50页 |
| 2.2.4 蛋白的免疫印迹Western Blot | 第50-51页 |
| 2.2.5 细胞免疫荧光染色 | 第51-52页 |
| 2.2.6 AAMP干扰质粒的构建 | 第52-53页 |
| 2.2.7 细胞培养和细胞转染 | 第53-54页 |
| 2.2.8 血管内皮细胞体外管腔形成 | 第54页 |
| 2.2.9 大鼠主动脉环培养 | 第54-55页 |
| 2.2.10 小鼠后肢缺血模型的建立 | 第55页 |
| 2.2.11 小鼠组织总蛋白的提取 | 第55-56页 |
| 2.2.12 小鼠组织总RNA的提取 | 第56页 |
| 2.2.13 小鼠多种组织中AAMP的RT-PCR和蛋白免疫印迹 | 第56-57页 |
| 2.2.14 AAMP表达的荧光定量PCR | 第57-58页 |
| 2.2.15 统计分析 | 第58页 |
| 2.3 实验结果 | 第58-71页 |
| 2.3.1 不同物种AAMP蛋白的比对分析 | 第58-60页 |
| 2.3.2 人AAMP基因的定位及基因结构分析 | 第60-61页 |
| 2.3.3 人AAMP蛋白的结构和可能互作用蛋白的预测 | 第61-62页 |
| 2.3.4 AAMP在多种细胞中的表达 | 第62-64页 |
| 2.3.5 AAMP在成年小鼠多种组织中的表达 | 第64页 |
| 2.3.6 AAMP与血管新生有关 | 第64-66页 |
| 2.3.7 AAMP干扰载体的构建和干扰效果验证 | 第66-70页 |
| 2.3.8 降低AAMP的表达或阻断AAMP的功能抑制体外血管新生 | 第70-71页 |
| 2.4 讨论 | 第71-73页 |
| 2.4.1 AAMP基因和蛋白结构与功能的关系 | 第71-72页 |
| 2.4.2 AAMP的表达模式与其功能的关系 | 第72页 |
| 2.4.3 AAMP参与血管新生与管腔形成和细胞出芽都有关系 | 第72-73页 |
| 2.5 本章小结 | 第73-75页 |
| 3 AAMP通过调控内皮细胞迁移调控血管新生 | 第75-107页 |
| 3.1 引言 | 第75-76页 |
| 3.2 材料与方法 | 第76-83页 |
| 3.2.1 主要实验仪器和实验材料 | 第76-78页 |
| 3.2.2 AAMP高表达质粒的构建 | 第78-80页 |
| 3.2.3 带FLAG标签的AAMP表达质粒的构建 | 第80页 |
| 3.2.4 细胞培养及细胞转染 | 第80页 |
| 3.2.5 细胞增殖 | 第80页 |
| 3.2.6 细胞迁移，细胞粘附和细胞铺展 | 第80-81页 |
| 3.2.7 Western Blot和细胞免疫荧光染色 | 第81页 |
| 3.2.8 HUVECs中AAMP蛋白荧光强度分析 | 第81页 |
| 3.2.9 细胞膜Rho A的提取 | 第81-82页 |
| 3.2.10 细胞骨架应力纤维染色 | 第82页 |
| 3.2.11 凝胶收缩实验 | 第82-83页 |
| 3.2.12 跨膜区的预测 | 第83页 |
| 3.2.13 统计分析 | 第83页 |
| 3.3 实验结果 | 第83-100页 |
| 3.3.1 C端FLAG标签标记的AAMP真核表达载体的构建及细胞转染 | 第83-85页 |
| 3.3.2 AAMP蛋白在ECs上的定位 | 第85-87页 |
| 3.3.3 AAMP的表达受VEGF的诱导 | 第87-88页 |
| 3.3.4 VEGF调控AAMP蛋白的亚细胞定位 | 第88-89页 |
| 3.3.5 AAMP通过影响内皮细胞的迁移，粘附，铺展调节血管新生 | 第89-94页 |
| 3.3.6 AAMP与细胞骨架重构相关 | 第94页 |
| 3.3.7 AAMP影响Rho A在细胞膜上的定位 | 第94-95页 |
| 3.3.8 AAMP高表达载体的构建及细胞转染 | 第95-97页 |
| 3.3.9 Y27632抑制AAMP高表达诱导的细胞迁移和血管新生 | 第97-100页 |
| 3.4 讨论 | 第100-105页 |
| 3.4.1 AAMP定位于细胞质与细胞膜上与其功能密切相关 | 第100-102页 |
| 3.4.2 AAMP调控血管新生主要通过调控细胞迁移起作用 | 第102-103页 |
| 3.4.3 细胞骨架重构是AAMP调控细胞迁移过程中的重要事件 | 第103-104页 |
| 3.4.4 RhoA/ROCK信号参与AAMP调控的血管新生 | 第104-105页 |
| 3.5 本章小结 | 第105-107页 |
| 4 罗格列酮激活的PPARΓ 信号参与调控AAMP介导的血管新生 | 第107-133页 |
| 4.1 引言 | 第107-108页 |
| 4.2 实验材料与实验方法 | 第108-112页 |
| 4.2.1 主要实验仪器和实验材料 | 第108-109页 |
| 4.2.2 细胞复苏及细胞培养 | 第109-110页 |
| 4.2.3 三维胶原基质上的内皮细胞管腔形成和主动脉血管环培养 | 第110页 |
| 4.2.4 细胞增殖和细胞迁移实验 | 第110页 |
| 4.2.5 细胞免疫荧光 | 第110页 |
| 4.2.6 细胞膜蛋白和胞浆蛋白的分离 | 第110-111页 |
| 4.2.7 蛋白免疫印迹 | 第111页 |
| 4.2.8 统计分析 | 第111-112页 |
| 4.3 实验结果 | 第112-126页 |
| 4.3.1 PPARγ 激动剂Rosiglitazone抑制血管新生 | 第112页 |
| 4.3.2 RSG抑制血管新生通过抑制细胞增殖和细胞迁移实现 | 第112-114页 |
| 4.3.3 RSG可以抑制AAMP的表达并依赖于PPARγ 的激活 | 第114-118页 |
| 4.3.4 AAMP高表达可以部分回救RSG抑制的细胞迁移和血管新生 | 第118-120页 |
| 4.3.5 RSG抑制AAMP的表达与p53的上调相关 | 第120-123页 |
| 4.3.6 RSG抑制AAMP向细胞膜转移与PPARγ 和p53相关 | 第123页 |
| 4.3.7 抑制p53可以缓解RSG对细胞迁移和血管新生的抑制作用 | 第123-126页 |
| 4.4 讨论 | 第126-131页 |
| 4.4.1 PPARγ 抑制血管新生与内皮细胞增殖和迁移有关 | 第126-128页 |
| 4.4.2 RSG抑制AAMP的表达依赖于PPAR-γ 表达上调，这一过程可能依赖于正反馈调节机制 | 第128-129页 |
| 4.4.3 RSG抑制细胞迁移与细胞膜上AAMP蛋白的量有相关性 | 第129-130页 |
| 4.4.4 RSG对细胞迁移和血管新生的抑制作用依赖于p53的上调 | 第130-131页 |
| 4.5 本章小结 | 第131-133页 |
| 5 AAMP参与OX-LDL诱导的VSMC迁移 | 第133-153页 |
| 5.1 引言 | 第133-134页 |
| 5.2 实验材料与实验方法 | 第134-138页 |
| 5.2.1 主要实验仪器和实验材料 | 第134-135页 |
| 5.2.2 大鼠胸腹主动脉VSMCs的原代培养和鉴定 | 第135-136页 |
| 5.2.3 细胞转染 | 第136页 |
| 5.2.4 细胞的油红O染色 | 第136-137页 |
| 5.2.5 细胞迁移和细胞增殖 | 第137页 |
| 5.2.6 细胞凋亡检测 | 第137-138页 |
| 5.2.7 细胞膜蛋白和胞浆蛋白的分离 | 第138页 |
| 5.2.8 蛋白免疫印迹实验 | 第138页 |
| 5.2.9 统计分析 | 第138页 |
| 5.3 实验结果 | 第138-148页 |
| 5.3.1 大鼠VSMCs的原代培养和鉴定 | 第138-140页 |
| 5.3.2 低浓度的ox-LDL促进VSMCs的迁移和增殖，高浓度的ox-LDL诱导VSMCs凋亡 | 第140-142页 |
| 5.3.3 VSMCs的胞内脂质含量与细胞生理功能相关 | 第142-143页 |
| 5.3.4 低浓度的ox-LDL可以诱导AAMP的表达和增加细胞膜上的Rac I及Rho A含量 | 第143-145页 |
| 5.3.5 干扰AAMP的表达抑制ox-LDL诱导的Rho A向细胞膜的转移和细胞迁移 | 第145-146页 |
| 5.3.6 整合素 β3 与ox-LDL诱导的VSMCs迁移有关 | 第146-148页 |
| 5.4 讨论 | 第148-151页 |
| 5.4.1 不同浓度的ox-LDL对VSMCs的生理功能影响不一样 | 第148-149页 |
| 5.4.2 ox-LDL通过促进AAMP的表达和RhoA信号的激活促进VSMCs迁移 | 第149-150页 |
| 5.4.3 整合素 β3 与ox-LDL诱导的VSMCs迁移有关 | 第150-151页 |
| 5.5 本章小结 | 第151-153页 |
| 6 结论与展望 | 第153-159页 |
| 6.1 主要结论 | 第153-156页 |
| 6.2 后续研究工作的建议 | 第156-159页 |
| 致谢 | 第159-161页 |
| 参考文献 | 第161-185页 |
| 附录 | 第185-186页 |
| A .作者在攻读博士学位期间的科研论文 | 第185-186页 |
| B. 作者在攻读博士学位期间参与的科研项目 | 第186页 |
