摘要 | 第3-5页 |
Abstract | 第5-6页 |
第1章 前言 | 第12-25页 |
1.1 动脉粥样硬化 | 第12-17页 |
1.1.1 动脉粥样硬化的病发进程 | 第12-13页 |
1.1.2 动脉粥样硬化的发病机理 | 第13-16页 |
1.1.2.1 氧化应激学说 | 第14-15页 |
1.1.2.2 炎症反应学说 | 第15-16页 |
1.1.3 动脉粥样硬化的预防与治疗 | 第16-17页 |
1.2 环糊精 | 第17-21页 |
1.2.1 环糊精的结构与性质 | 第17-19页 |
1.2.2 环糊精的医药应用 | 第19-21页 |
1.2.2.1 增加药物溶解性 | 第19页 |
1.2.2.2 提高药物稳定性 | 第19-20页 |
1.2.2.3 促进药物的生物利用度 | 第20页 |
1.2.2.4 帮助药物透皮吸收 | 第20页 |
1.2.2.5 定位给药 | 第20-21页 |
1.3 环糊精延缓动脉粥样硬化的可能性 | 第21-23页 |
1.3.1 环糊精低毒,用作药物辅料,安全高效 | 第21-22页 |
1.3.2 HPβCD是治疗尼曼匹克C型疾病的新药研发热点 | 第22页 |
1.3.3 本课题实施后期,Sebastian Zimmer等人报道环糊精促能进AS好转 | 第22-23页 |
1.4 本课题的研究内容与意义 | 第23-25页 |
第2章 动物实验:揭示环糊精延缓AS病发进程的效用 | 第25-45页 |
2.1 实验动物与分组 | 第25-26页 |
2.1.1 实验动物 | 第25-26页 |
2.1.2 实验动物分组 | 第26页 |
2.1.3 动物伦理 | 第26页 |
2.2 实验材料 | 第26-30页 |
2.2.1 实验药物与试剂 | 第26-28页 |
2.2.2 实验仪器 | 第28页 |
2.2.3 常用实验试剂的配制 | 第28-30页 |
2.3 实验方法 | 第30-36页 |
2.3.1 复制动脉粥样硬化模型 | 第30页 |
2.3.2 给药方法 | 第30页 |
2.3.3 制备小鼠血清 | 第30-31页 |
2.3.4 动脉的剥离与固定 | 第31-32页 |
2.3.5 血清电泳观察脂蛋白氧化情况 | 第32页 |
2.3.6 全自动生化仪检测各项血脂指标含量 | 第32-33页 |
2.3.7 苏丹Ⅳ染色观察血管动脉粥样硬化斑块 | 第33页 |
2.3.8 酶联免疫吸附法(ELISA)检测血清组织中ox-LDL与ox-HDL水平 | 第33-35页 |
2.3.9 HE染色大致步骤 | 第35页 |
2.3.10 统计学方法 | 第35-36页 |
2.4 实验结果 | 第36-43页 |
2.4.1 血清电泳观察脂蛋白氧化情况 | 第36-38页 |
2.4.2 全自动生化仪检测各项血脂指标含量 | 第38-40页 |
2.4.3 酶联免疫吸附法(ELISA)检测血清中HDL与LDL的氧化程度 | 第40-41页 |
2.4.4 苏丹Ⅳ染色观察血管动脉粥样硬化斑块 | 第41-43页 |
2.5 实验结论 | 第43-45页 |
第3章 体外氧化实验:探讨环糊精延缓AS的机制 1-2 | 第45-81页 |
3.1 环糊精延缓AS的机制1:环糊精抑制LDL氧化 | 第45-68页 |
3.1.1 实验材料 | 第45-49页 |
3.1.1.1 实验药物与试剂 | 第45-47页 |
3.1.1.2 主要实验仪器 | 第47页 |
3.1.1.3 主要实验试剂的配制 | 第47-49页 |
3.1.2 实验方法 | 第49-54页 |
3.1.2.1 脂蛋白体外氧化实验 | 第49-50页 |
3.1.2.2 BCA法测蛋白浓度 | 第50页 |
3.1.2.3 琼脂糖凝胶电泳 | 第50-51页 |
3.1.2.4 通过检测OD234nm值观测脂质成份前期氧化情况 | 第51页 |
3.1.2.5 TBA实验检测脂质氧化产物MDA的含量 | 第51-52页 |
3.1.2.6 TNBSA实验检测蛋白质氧化程度 | 第52页 |
3.1.2.7 超滤离心管分离脂蛋白与被剔除成份 | 第52页 |
3.1.2.8 磷脂含量比例测定 | 第52页 |
3.1.2.9 酶标仪测定胆固醇浓度 | 第52-53页 |
3.1.2.10 干燥器修饰云母基底 | 第53页 |
3.1.2.11 修饰原子力显微镜(AFM)实验的脂蛋白 | 第53-54页 |
3.1.2.12 统计学方法 | 第54页 |
3.1.3 实验结果 | 第54-68页 |
3.1.3.1 琼脂糖凝胶电泳检测环糊精对LDL成份的影响 | 第55-57页 |
3.1.3.2 MβCD剔除LDL脂质的百分比 | 第57-58页 |
3.1.3.3 AFM检测MβCD对低密度脂蛋白形貌的影响作用 | 第58-59页 |
3.1.3.4 琼脂糖凝胶电泳检测环糊精对Cu~(2+)诱导的LDL氧化的影响 | 第59-61页 |
3.1.3.5 环糊精对Cu~(2+)氧化LDL过程中共轭双烯产物的影响 | 第61-64页 |
3.1.3.6 TBA实验检测环糊精对Cu2+氧化LDL的丙二醛产物量的影响 | 第64-65页 |
3.1.3.7 TNBSA实验检测环糊精对Cu~(2+)氧化LDL中氨基酸的影响 | 第65-67页 |
3.1.3.8 MβCD对Cu~(2+)氧化磷脂(PC)单体的影响 | 第67-68页 |
3.1.4 实验结论 | 第68页 |
3.2 环糊精延缓AS的机制 2:环糊精抑制HDL氧化 | 第68-81页 |
3.2.1 实验材料 | 第68-69页 |
3.2.1.1 实验药物与试剂 | 第68页 |
3.2.1.2 主要实验仪器 | 第68页 |
3.2.1.3 主要实验试剂的配制 | 第68-69页 |
3.2.2 实验方法 | 第69页 |
3.2.3 实验结果 | 第69-80页 |
3.2.3.1 环糊精剔除HDL脂质的百分比 | 第69-71页 |
3.2.3.2 琼脂糖凝胶电泳检测环糊精对HDL成份的影响 | 第71-72页 |
3.2.3.3 琼脂糖凝胶电泳检测环糊精对Cu~(2+)诱导的HDL氧化的影响 | 第72-76页 |
3.2.3.4 环糊精对Cu~(2+)氧化HDL过程中共轭双烯产物的影响 | 第76-77页 |
3.2.3.5 TBA检测环糊精对Cu~(2+)氧化HDL的丙二醛产物量的影响 | 第77-79页 |
3.2.3.6 TNBSA实验检测环糊精对Cu~(2+)氧化HDL中氨基酸的影响 | 第79-80页 |
3.2.4 实验结论 | 第80-81页 |
第4章 体外细胞与分子实验:探讨环糊精延缓AS的机制 3 | 第81-102页 |
4.1 环糊精延缓AS机制 3:环糊精抑制单核细胞与内皮细胞的黏附 | 第81-102页 |
4.1.1 实验材料 | 第81-83页 |
4.1.1.1 实验药物与试剂 | 第81-82页 |
4.1.1.2 主要实验仪器 | 第82页 |
4.1.1.3 主要实验试剂的配制 | 第82-83页 |
4.1.2 实验方法 | 第83-89页 |
4.1.2.1 细胞培养 | 第83-84页 |
4.1.2.2 MTT实验 | 第84页 |
4.1.2.3 单核细胞黏附实验 | 第84-85页 |
4.1.2.4 原子力显微镜(AFM)检测黏附力 | 第85-86页 |
4.1.2.5 激光激光共聚焦显微镜的样品制备 | 第86-87页 |
4.1.2.6 流式细胞仪的样品制备 | 第87-88页 |
4.1.2.7 细胞骨架的成像与定量方法 | 第88-89页 |
4.1.2.8 细胞凋亡染色方法 | 第89页 |
4.1.2.9 统计学方法 | 第89页 |
4.1.3 实验结果 | 第89-100页 |
4.1.3.1 MTT实验检测MβCD对内皮细胞活性的影响 | 第90-91页 |
4.1.3.2 MβCD影响单核细胞对血管内皮细胞的黏附 | 第91-93页 |
4.1.3.3 AFM检测MβCD对HUVEC黏附力的影响 | 第93-94页 |
4.1.3.4 流式细胞仪检测MβCD对内皮细胞黏附分子的影响 | 第94-96页 |
4.1.3.5 流式细胞仪检测MβCD对内皮细胞Caveolin-1 分子的影响 | 第96-97页 |
4.1.3.6 激光激光共聚焦显微镜检测MβCD对Caveolin-1 分子的影响 | 第97-98页 |
4.1.3.7 流式细胞仪检测MβCD对内皮细胞PIP2分子的影响 | 第98-99页 |
4.1.3.8 激光激光共聚焦显微镜检测MβCD对内皮细胞PIP2分子的影响 | 第99-100页 |
4.1.3.9 MβCD对HUVEC细胞骨架的影响 | 第100页 |
4.1.4 实验结论 | 第100-102页 |
第五部分 讨论与展望 | 第102-105页 |
5.1 环糊精作用于动脉粥硬化的研究价值 | 第102页 |
5.2 环糊精延缓AS的作用效果 | 第102-103页 |
5.3 环糊精延缓AS的可能作用机制 | 第103页 |
5.4 展望 | 第103-105页 |
参考文献 | 第105-113页 |
附录 英文缩略语 | 第113-114页 |
博士学位攻读期间课题与论文情况 | 第114-116页 |
一、课题研究 | 第114-115页 |
二、论文发表 | 第115-116页 |
致谢 | 第116页 |