| 实验一 | 第1-50页 |
| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-10页 |
| 1.引言 | 第10-14页 |
| 2.实验材料、仪器和试剂 | 第14-20页 |
| ·实验材料 | 第14页 |
| ·成肌细胞取材 | 第14页 |
| ·成肌细胞移植大鼠 | 第14页 |
| ·主要仪器 | 第14-15页 |
| ·细胞培养和组织鉴定 | 第14页 |
| ·蛋白定量、Western杂交 | 第14-15页 |
| ·细胞移植与动物行为学实验 | 第15页 |
| ·主要试剂 | 第15-16页 |
| ·细胞培养 | 第15页 |
| ·抗体及鉴定的靶细胞 | 第15-16页 |
| ·Western杂交 | 第16页 |
| ·主要试剂的配制 | 第16-20页 |
| ·细胞培养和组织缓冲液 | 第16-18页 |
| ·Western杂交 | 第18-20页 |
| 3.实验方法 | 第20-27页 |
| ·原代培养成人成肌细胞 | 第20-22页 |
| ·成人骨骼肌取材 | 第20页 |
| ·连续贴壁法筛选成人成肌细胞 | 第20页 |
| ·成人成肌细胞单克隆培养 | 第20-21页 |
| ·单克隆成人成肌细胞增殖、传代、冻存与复苏 | 第21页 |
| ·单克隆成人成肌细胞分化形成成熟肌管 | 第21页 |
| ·成人成肌细胞免疫组织化学和免疫荧光鉴定 | 第21-22页 |
| ·IL-6、LIF、CNTF细胞因子对成人成肌细胞增殖的影响 | 第22-23页 |
| ·细胞增殖曲线 | 第22页 |
| ·流式细胞仪检测细胞周期 | 第22-23页 |
| ·IL-6、LIF、CNTF细胞因子对成人成肌细胞分化的影响 | 第23-24页 |
| ·肌管融合率计算成肌细胞分化程度 | 第23页 |
| ·免疫荧光染色检测特异性成肌分化蛋白myogenin和myosin的表达 | 第23页 |
| ·Western杂交检测调控成肌分化的转录因子MyoD和Myf5的表达情况 | 第23-24页 |
| ·成人成肌细胞移植实验 | 第24-25页 |
| ·细胞移植入大鼠纹状体 | 第24-25页 |
| ·移植细胞在脑内的存活、迁移和分化 | 第25页 |
| ·数据处理和统计学分析 | 第25-27页 |
| 4.实验结果 | 第27-41页 |
| ·原代培养成人成肌细胞体外增殖、传代、冻存与复苏 | 第27-29页 |
| ·连续贴壁法筛选成人成肌细胞 | 第27页 |
| ·成人成肌细胞单克隆培养、筛选和鉴定 | 第27-28页 |
| ·单克隆成人成肌细胞纯度的粗略分析 | 第28-29页 |
| ·单克隆成人成肌细胞冻存后的复苏 | 第29页 |
| ·IL-6、LIF、CNTF细胞因子对成人成肌细胞增殖的影响 | 第29-34页 |
| ·记录细胞增殖曲线 | 第29-32页 |
| ·流式细胞术检测细胞周期变化 | 第32-34页 |
| ·IL-6、LIF、CNTF细胞因子对成人成肌细胞分化的影响 | 第34-36页 |
| ·成人成肌细胞在分化液中成熟分化形成肌管 | 第34页 |
| ·IL-6、LIF年CNTF对成肌细胞融合分化形成肌管的影响 | 第34-36页 |
| ·IL-6、LIF和CNTF对成肌细胞分化标志蛋白myosin和myogenin表达的影响 | 第36页 |
| ·IL-6、LIF和CNTF对调控成肌细胞成熟分化的转录因子MyoD／Myf5的影响 | 第36-39页 |
| ·成人成肌细胞移植后在脑内的存活、迁移和分化 | 第39-41页 |
| 5.讨论 | 第41-45页 |
| ·成人成肌细胞单克隆培养 | 第41页 |
| ·成人成肌细胞长期传代和增殖 | 第41页 |
| ·LIF促进成肌细胞增殖 | 第41-42页 |
| ·LIF和CNTF抑制成肌细胞成熟分化 | 第42-43页 |
| ·成人成肌细胞脑内移植实验 | 第43-45页 |
| 6.结论 | 第45-46页 |
| 7.参考文献 | 第46-50页 |
| 实验二 | 第50-72页 |
| 摘要 | 第50-52页 |
| ABSTRACT | 第52-54页 |
| 1.引言 | 第54-57页 |
| 2.实验材料、仪器和试剂 | 第57-60页 |
| ·实验材料 | 第57页 |
| ·主要仪器 | 第57页 |
| ·主要试剂 | 第57-58页 |
| ·动物低氧实验 | 第57页 |
| ·免疫荧光和免疫细胞／组织化学染色所用一级抗体 | 第57-58页 |
| ·免疫荧光和免疫细胞／组织化学染色所用二级抗体 | 第58页 |
| ·RT-PCR | 第58页 |
| ·其他试剂 | 第58页 |
| ·主要试剂的配制 | 第58-60页 |
| ·动物实验 | 第58-59页 |
| ·RT-PCR | 第59-60页 |
| 3.实验方法 | 第60-64页 |
| ·建立大鼠PD模型 | 第60-61页 |
| ·模型制备 | 第60页 |
| ·模型成功标准Ⅰ—旋转行为测试 | 第60页 |
| ·模型成功标准Ⅱ—黑质DA能神经元和纹状体DA纤维损伤 | 第60-61页 |
| ·整体低氧实验 | 第61页 |
| ·观察动物行为学变化 | 第61页 |
| ·新生细胞在脑内的增殖、迁移和分化 | 第61-62页 |
| ·RT-PCR鉴定低氧2周后，纹状体和海马中低氧诱导因子(HIF-1α)的表达 | 第62-63页 |
| ·大鼠HIF-1α引物设计 | 第62页 |
| ·纹状体和海马总RNA的提取 | 第62-63页 |
| ·RNA定性与定量鉴定 | 第63页 |
| ·RT反应 | 第63页 |
| ·PCR反应 | 第63页 |
| ·PCR产物检测 | 第63页 |
| ·数据处理和统计学分析 | 第63-64页 |
| 4.实验结果 | 第64-69页 |
| ·成功PD模型的筛选 | 第64页 |
| ·低氧环境下大鼠状态和体重变化 | 第64页 |
| ·低氧条件对PD模型大鼠旋转行为的影响 | 第64-65页 |
| ·低氧环境下成体大鼠脑内新生细胞的增殖与分化 | 第65-67页 |
| ·低氧对纹状体和海马脑区HIF-1α表达的影响 | 第67-69页 |
| 5.讨论 | 第69-70页 |
| 6.参考文献 | 第70-72页 |
| 附录：文章缩略词一览表 | 第72-73页 |
| 致谢 | 第73页 |
