| 摘要 | 第4-8页 |
| ABSTRACT | 第8-11页 |
| 引言 | 第14-20页 |
| 1 鱼类的性别决定及性腺分化相关基因 | 第14-16页 |
| 1.1 遗传型性别决定（Genetic Sex Determination, GSD） | 第14-15页 |
| 1.2 环境型性别决定（Environmental Sex Determination, ESD） | 第15页 |
| 1.3 温度依赖型性别决定（temperature-dependent sex determination, TSD） | 第15-16页 |
| 2 性别决定及相关基因在鲆鲽鱼类的研究进展 | 第16页 |
| 3 micro RNA研究简介 | 第16-20页 |
| 3.1 mi RNA的家族及作用机制 | 第17页 |
| 3.2 mi RNA调控的靶基因的研究 | 第17-19页 |
| 3.3 mi RNA对性腺发育及性别分化的调控 | 第19-20页 |
| 4 研究目的和意义 | 第20页 |
| 第一章 pol-mi R-26a, 26b的靶基因dmrt1验证 | 第20-39页 |
| 1 实验材料 | 第21-24页 |
| 1.1 实验鱼 | 第21-22页 |
| 1.2 实验用细胞系 | 第22页 |
| 1.3 实验试剂 | 第22页 |
| 1.4 常用试剂的配制 | 第22-23页 |
| 1.5 实验仪器 | 第23-24页 |
| 2 实验方法 | 第24-34页 |
| 2.1 mi RNA靶点预测 | 第24页 |
| 2.2 候选靶基因 3’UTR的引物设计 | 第24-25页 |
| 2.3 双荧光素酶报告靶基因野生型和突变型载体的构建 | 第25-32页 |
| 2.4 双荧光素酶报告检测系统检测结合位点（靶基因验证） | 第32-34页 |
| 3 结果 | 第34-37页 |
| 3.1 mi RNA靶点预测结果 | 第34页 |
| 3.2 所提RNA质量检测 | 第34-35页 |
| 3.3 靶基因 3’-UTR区克隆结果 | 第35页 |
| 3.4 野生型和突变型重组报告载体的鉴定结果 | 第35-36页 |
| 3.5 定点诱变结果 | 第36页 |
| 3.6 双荧光素酶报告检测靶基因结果 | 第36-37页 |
| 4 讨论 | 第37-39页 |
| 第二章 牙鲆emx1基因的克隆和定量表达分析 | 第39-48页 |
| 1 实验材料 | 第40页 |
| 1.1 实验用鱼 | 第40页 |
| 1.2 实验试剂 | 第40页 |
| 2 实验方法 | 第40-43页 |
| 2.1 总RNA提取与鉴定 | 第40页 |
| 2.2 牙鲆emx1基因的c DNA片段克隆 | 第40-41页 |
| 2.3 序列分析 | 第41页 |
| 2.4 实时荧光定量q RT-PCR分析emx1的表达 | 第41-43页 |
| 3 结果 | 第43-47页 |
| 3.1 总RNA提取质量检测 | 第43页 |
| 3.2 牙鲆emx1的克隆 | 第43-44页 |
| 3.3 牙鲆emx1氨基酸序列比对及进化树构建 | 第44-46页 |
| 3.4 牙鲆emx1在胚胎发育早期和成鱼组织中的表达 | 第46-47页 |
| 4 讨论 | 第47-48页 |
| 第三章 温度和激素诱导对mi R-26a和mi R-26b及dmrt1，emx1表达的影响 | 第48-59页 |
| 1 实验材料 | 第49-50页 |
| 1.1 实验用鱼 | 第49页 |
| 1.2 取样时间 | 第49-50页 |
| 1.3 实验试剂与设备 | 第50页 |
| 2 实验方法 | 第50-54页 |
| 2.1 石蜡切片样品制备 | 第50页 |
| 2.2 总RNA的提取与鉴定 | 第50页 |
| 2.3 实时荧光定量q RT-PCR分析基因在牙鲆各处理组的表达 | 第50-54页 |
| 3 实验结果 | 第54-58页 |
| 3.1 RNA的提取 | 第54-55页 |
| 3.2 不同处理组的牙鲆生长体重差异 | 第55-56页 |
| 3.3 不同实验组牙鲆的性别比例 | 第56-57页 |
| 3.4 牙鲆性腺分化相关基因在四个处理组牙鲆性腺的表达 | 第57-58页 |
| 4 讨论 | 第58-59页 |
| 结语 | 第59-60页 |
| 参考文献 | 第60-69页 |
| 发表论文 | 第69-70页 |
| 致谢 | 第70页 |
