| 摘要 | 第5-7页 |
| Abstract | 第7-8页 |
| 第一章 文献综述 | 第13-28页 |
| 1.1 细菌的生物膜/浮游生活史 | 第13-20页 |
| 1.1.1 细菌的生物膜生活史概述 | 第13页 |
| 1.1.2 细菌形成生物膜的优势 | 第13页 |
| 1.1.3 细菌生物膜的危害 | 第13-16页 |
| 1.1.4 细菌生物膜的结构 | 第16-19页 |
| 1.1.5 细菌生物膜形成过程 | 第19-20页 |
| 1.2 细菌浮游状态/生物膜状态转换的调控机制 | 第20-24页 |
| 1.2.1 C-di-GMP：浮游到生物膜调控的中心分子 | 第20-21页 |
| 1.2.2 RNA结合蛋白 | 第21-23页 |
| 1.2.3 非编码小RNA | 第23-24页 |
| 1.3 假结核耶尔森氏菌相关研究进展 | 第24-26页 |
| 1.3.1 假结核耶尔森氏菌概述 | 第24-25页 |
| 1.3.2 假结核耶尔森氏菌运动性调控机制 | 第25-26页 |
| 1.3.3 假结核耶尔森氏菌生物膜调控研究进展 | 第26页 |
| 1.4 论文的选题依据和目的意义 | 第26-27页 |
| 1.5 本研究的技术路线 | 第27-28页 |
| 第二章 RovM对假结核耶尔森氏菌运动性的调控机制 | 第28-44页 |
| 2.1 引言 | 第28页 |
| 2.2 材料与方法 | 第28-38页 |
| 2.2.1 试剂与配方 | 第28-29页 |
| 2.2.2 培养条件 | 第29页 |
| 2.2.3 菌株与质粒 | 第29-31页 |
| 2.2.4 引物 | 第31页 |
| 2.2.5 实验仪器 | 第31-32页 |
| 2.2.6 YPIII总基因组DNA的提取 | 第32-33页 |
| 2.2.7 质粒的提取 | 第33页 |
| 2.2.8 大肠杆菌热转感受态的制备及转化 | 第33-34页 |
| 2.2.9 假结核耶尔森氏菌电转感受态细胞的制备及电转 | 第34页 |
| 2.2.10 接合转移 | 第34页 |
| 2.2.11 ΔrovMΔflhDC双突的构建 | 第34-35页 |
| 2.2.12 泳动 | 第35页 |
| 2.2.13 透射电镜观察鞭毛 | 第35页 |
| 2.2.14 RNA抽提 | 第35-36页 |
| 2.2.15 反转录及qRT-PCR | 第36页 |
| 2.2.16 利用 β-gal酶活性检测启动子转录后水平的表达 | 第36-37页 |
| 2.2.17 RovM的表达与纯化 | 第37页 |
| 2.2.18 凝胶电泳迁移分析（EMSA） | 第37-38页 |
| 2.2.19 DNase I footprinting | 第38页 |
| 2.3 结果 | 第38-42页 |
| 2.3.1 RovM调控假结核耶尔森氏菌鞭毛合成而影响其运动性 | 第38-39页 |
| 2.3.2 RovM正调控flhDC的表达 | 第39-40页 |
| 2.3.3 RovM调控flhDC的分子机制 | 第40-42页 |
| 2.3.4 RovM对细菌运动性的影响依赖于对flhDC的调控 | 第42页 |
| 2.4 讨论 | 第42-43页 |
| 2.5 结论 | 第43-44页 |
| 第三章 RovM对假结核耶尔森氏菌生物膜形成调控机制 | 第44-69页 |
| 3.1 引言 | 第44页 |
| 3.2 材料和方法 | 第44-53页 |
| 3.2.1 主要试剂 | 第44页 |
| 3.2.2 培养条件 | 第44-45页 |
| 3.2.3 菌株与质粒 | 第45-46页 |
| 3.2.4 引物 | 第46-47页 |
| 3.2.5 实验仪器 | 第47-48页 |
| 3.2.6 PCR | 第48页 |
| 3.2.7 酶切反应 | 第48-49页 |
| 3.2.8 连接反应 | 第49页 |
| 3.2.9 pDM4-Δhms敲除质粒的构建 | 第49页 |
| 3.2.10 启动子替换菌株的构建 | 第49页 |
| 3.2.11 光学显微镜观察 | 第49页 |
| 3.2.12 扫描电镜观察 | 第49-50页 |
| 3.2.13 刚果红染色 | 第50页 |
| 3.2.14 偏高碘酸钠法 | 第50页 |
| 3.2.15 WGA-R染色 | 第50页 |
| 3.2.16 细菌胞外总糖提取 | 第50-51页 |
| 3.2.17 表面疏水性的检测 | 第51页 |
| 3.2.18 线虫模型上生物膜的检测 | 第51-52页 |
| 3.2.19 非生物表面生物膜的检测 | 第52页 |
| 3.2.20 生物膜组分染色 | 第52-53页 |
| 3.2.21 对家蚕的致病性检测 | 第53页 |
| 3.2.22 对小鼠的致病性检测 | 第53页 |
| 3.3 结果 | 第53-65页 |
| 3.3.1 ΔrovM突变体形成大量结块 | 第53-54页 |
| 3.3.2. rovM的突变导致多糖 β-GlcNAc含量增加 | 第54-57页 |
| 3.3.3 RovM负调控hmsHFRS的表达 | 第57页 |
| 3.3.4 RovM调控hmsHFRS表达的分子机制 | 第57-59页 |
| 3.3.5 RovM对细菌结块的影响依赖于对hmsHFRS的调控 | 第59页 |
| 3.3.6 RovM影响假结核耶尔森氏菌生物膜形成 | 第59-63页 |
| 3.3.7 RovM调控细菌致病性 | 第63-64页 |
| 3.3.8 RovM反向调控flhDC和hmsHFRS | 第64-65页 |
| 3.4 讨论 | 第65-68页 |
| 3.5 结论 | 第68-69页 |
| 第四章 CsrA在转录后水平调控Y.pseudotuberculosis运动性/生物膜 | 第69-87页 |
| 4.1 引言 | 第69页 |
| 4.2 材料方法 | 第69-76页 |
| 4.2.1 菌株与质粒 | 第69-71页 |
| 4.2.2 引物 | 第71-73页 |
| 4.2.3 过表达质粒pKT100-csrA及csrA位点突变质粒pKT100-csrAR44A的构建 | 第73页 |
| 4.2.4 mRNA稳定性检测 | 第73页 |
| 4.2.5 CsrA结合位点突变报告基因lacZ融合菌株构建 | 第73-74页 |
| 4.2.6 CsrA和CsrAR44A蛋白的表达与纯化 | 第74-75页 |
| 4.2.7 凝胶阻滞色谱 | 第75-76页 |
| 4.3 结果 | 第76-86页 |
| 4.3.1 CsrA对假结核耶尔森氏菌运动性的调控依赖于RovM | 第76-77页 |
| 4.3.2 CsrA在转录后水平调控flhDC | 第77-80页 |
| 4.3.3 CsrA调控生物膜形成不依赖于RovM | 第80-82页 |
| 4.3.4 CsrA转录后调控假结核耶尔森氏菌生物膜形成 | 第82-85页 |
| 4.3.5 CsrA转录后水平反向调控flhDC和hmsHFRS | 第85-86页 |
| 4.4 讨论 | 第86页 |
| 4.5 结论 | 第86-87页 |
| 第五章 CsrA-RovM响应饥饿信号调控细菌“觅食”状态的机制研究 | 第87-99页 |
| 5.1 引言 | 第87-88页 |
| 5.2 材料方法 | 第88-91页 |
| 5.2.1 试剂 | 第88页 |
| 5.2.2 菌株与质粒 | 第88-89页 |
| 5.2.3 引物 | 第89-90页 |
| 5.2.4 过表达质粒pKT100-cya的构建 | 第90页 |
| 5.2.5 报告基因lacZ融合质粒构建 | 第90-91页 |
| 5.2.6 pUC18T-mini-Tn7T-Gm-rovMvsvg质粒的构建与转化 | 第91页 |
| 5.2.7 Western Blot | 第91页 |
| 5.3 结果 | 第91-96页 |
| 5.3.1 RovM对hmsHFRS和flhDC的调控响应营养信号 | 第91-92页 |
| 5.3.2 CsrA-RovM受环境影响因子调控 | 第92-93页 |
| 5.3.3 cAMP调控假结核耶尔森氏菌运动性 | 第93-94页 |
| 5.3.4 RovM与flhDC的生长阶段依赖型表达相关 | 第94-96页 |
| 5.4 讨论 | 第96-97页 |
| 5.5 结论 | 第97-99页 |
| 第六章结论与创新点 | 第99-101页 |
| 6.1 结论 | 第99页 |
| 6.2 创新点 | 第99-101页 |
| 参考文献 | 第101-112页 |
| 缩略词 | 第112-115页 |
| 致谢 | 第115-116页 |
| 作者简介 | 第116页 |
