| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-7页 |
| 英文名词对照 | 第8-14页 |
| 第1章 前言 | 第14-18页 |
| 1.1 光动力疗法治疗口腔颌面部恶性肿瘤具有独特优势 | 第14-15页 |
| 1.2 纳米化和靶向化是光敏剂的发展方向 | 第15页 |
| 1.3 肿瘤内部的乏氧环境限制了光动力的疗效 | 第15-16页 |
| 1.4 基于纳米化和增氧作用的新型二氢卟酚纳米光敏剂给药系统 | 第16页 |
| 1.5 研究内容 | 第16-17页 |
| 1.6 研究目标 | 第17-18页 |
| 第2章 增氧型光敏剂的构建和表征 | 第18-41页 |
| 2.1 引言 | 第18-19页 |
| 2.2 实验材料 | 第19-20页 |
| 2.2.1 材料和试剂 | 第19-20页 |
| 2.2.2 仪器设备 | 第20页 |
| 2.3 实验方法 | 第20-24页 |
| 2.3.1 过氧化氢酶(Catalase)吸附的壳聚糖(Chitosan)载二氢卟酚e6 纳米光敏剂(Catalase@Chitosan?Ce6)的构建 | 第20-21页 |
| 2.3.2 化学结构表征 | 第21页 |
| 2.3.3 表面形貌表征 | 第21-22页 |
| 2.3.4 载药量和载药率的测定 | 第22-23页 |
| 2.3.5 纳米光敏剂的单线态氧产生能力 | 第23页 |
| 2.3.6 纳米粒体外释放 | 第23-24页 |
| 2.3.7 过氧化氢酶(Catalase)的活力测定 | 第24页 |
| 2.3.8 圆二色谱(Circular Dichroism spectrometer,CD) | 第24页 |
| 2.4 结果 | 第24-37页 |
| 2.4.1 紫外可见光光谱 | 第24-26页 |
| 2.4.2 透射电镜显微镜 | 第26-28页 |
| 2.4.3 ζ 电位 | 第28页 |
| 2.4.4 圆二色谱 | 第28-29页 |
| 2.4.5 过氧化氢酶的活力测定 | 第29-31页 |
| 2.4.6 红外光谱分析 | 第31-33页 |
| 2.4.7 纳米粒体外释放 | 第33-34页 |
| 2.4.8 纳米光敏剂的体外单线态氧产生能力 | 第34-37页 |
| 2.5 讨论 | 第37-39页 |
| 2.6 本章小结 | 第39-41页 |
| 第3章 Catalase@Chitosan-Ce6 纳米粒子输送系统的细胞生物学研究 | 第41-76页 |
| 3.1 引言 | 第41-42页 |
| 3.2 材料 | 第42-43页 |
| 3.2.1 实验所用的药品和试剂 | 第42-43页 |
| 3.2.2 实验器材及设备 | 第43页 |
| 3.3 实验方法 | 第43-52页 |
| 3.3.1 细胞培养 | 第43-44页 |
| 3.3.2 FITC标记Catalase | 第44页 |
| 3.3.3 荧光显微镜观察细胞内摄作用 | 第44-45页 |
| 3.3.4 流式细胞仪检测细胞内摄作用 | 第45-46页 |
| 3.3.5 激光共聚焦显微镜观察光敏剂被细胞摄取 | 第46页 |
| 3.3.6 MTT法 Catalase@Chitosan-Ce6 细胞暗毒性检测 | 第46-47页 |
| 3.3.7 Catalase@Chitosan-Ce6 体外对L929 细胞,口腔鳞癌CAL-27 细胞的光动力学杀伤效应 | 第47-48页 |
| 3.3.8 流式细胞仪观察光动力引起的凋亡改变 | 第48-49页 |
| 3.3.9 光动力作用的ROS检测 | 第49页 |
| 3.3.10 Catalase@Chitosan-Ce6 体外对口腔鳞癌CAL-27 细胞的光动力诱导Caspase3 酶表达 | 第49-50页 |
| 3.3.11 Western blot检测 | 第50-52页 |
| 3.3.12 统计学分析 | 第52页 |
| 3.4 结果 | 第52-73页 |
| 3.4.1 流式细胞仪观察细胞内摄作用 | 第52-55页 |
| 3.4.2 荧光显微镜观察细胞对Catalase@Chitosan-Ce6 的摄取 | 第55-56页 |
| 3.4.3 激光共聚焦扫描显微镜(CLSM)观察细胞内药物摄取 | 第56-60页 |
| 3.4.4 Catalase@Chitosan-Ce6 纳米光敏剂和Ce6对L929 细胞的暗毒性作用比较 | 第60页 |
| 3.4.5 Catalase@Chitosan-Ce6对Cal-27 细胞的体外光动力作用(PDT)研究 | 第60-63页 |
| 3.4.6 光动力作用的凋亡检测 | 第63-67页 |
| 3.4.7 光动力作用的ROS检测 | 第67-68页 |
| 3.4.8 Caspase-3蛋白活性检测 | 第68-70页 |
| 3.4.9 Western Blotting检测 | 第70-73页 |
| 3.5 讨论 | 第73-75页 |
| 3.6 本章小结 | 第75-76页 |
| 第4章 Catalase@Chitosan-Ce6 对荷瘤小鼠的体外光动力作用 | 第76-95页 |
| 4.1 引言 | 第76页 |
| 4.2 材料和方法 | 第76-77页 |
| 4.2.1 实验材料 | 第76-77页 |
| 4.3 实验方法 | 第77-80页 |
| 4.3.1 建立CAL-27 口腔鳞癌荷瘤鼠模型 | 第77-78页 |
| 4.3.2 荷瘤小鼠体内药物分布 | 第78页 |
| 4.3.3 光动力治疗研究 | 第78页 |
| 4.3.4 苏木精－伊红染色(HE)染色 | 第78-79页 |
| 4.3.5 免疫组化染色观察HIF-1a/Caspase-3/CleavedCaspase-3 的表达 | 第79-80页 |
| 4.3.6 石蜡切片Tunnel实验步骤 | 第80页 |
| 4.3.7 统计学分析 | 第80页 |
| 4.4 实验结果 | 第80-90页 |
| 4.4.1 成功建立CAL-27 荷瘤鼠模型 | 第80页 |
| 4.4.2 肿瘤的体积变化和光动力效果 | 第80-81页 |
| 4.4.3 纳米光敏剂的体内分布试验 | 第81-82页 |
| 4.4.4纳米光敏剂的光动力杀伤实验 | 第82-86页 |
| 4.4.5 Tunnel免疫荧光染色结果 | 第86-88页 |
| 4.4.6 免疫组化染色结果 | 第88-90页 |
| 4.5 讨论 | 第90-94页 |
| 4.5.1 体内模型的选择 | 第90-91页 |
| 4.5.2 光敏剂的体内分布 | 第91-92页 |
| 4.5.3 光动力诱导的凋亡通路 | 第92-93页 |
| 4.5.4 光动力过程中的缺氧调控 | 第93-94页 |
| 4.6 结论 | 第94-95页 |
| 全文总结及展望 | 第95-96页 |
| 背景概述—光动力治疗肿瘤的的发展和现状 | 第96-104页 |
| 参考文献 | 第104-110页 |
| 致谢 | 第110-112页 |
| 攻读博士学位期间发表学术论文和科研成果 | 第112-114页 |
